Sunday, November 13, 2011

Hubungan Kondisional Lingkungan dan Perekonomian Dengan Kesehatan Reproduksi Manusia

BAB I
PENDAHULUAN

1.1. Latar Belakang
Organ reproduksi manusia jantan terdiri dari organ genital primer dan sekunder. Organ genital primer berupa testis yang merupakan kelenjar kelamin yang berjumlah sepasang dan akan menghasilkan sel-sel sperma serta hormone testosterone. Spermatozoa atau sel-sel sperma merupakan sel haploid (n) yang dibentuk di dalam tubulus seminiferus dari gamet jantan melalui proses komplek yaitu spermatogenesis. Apabila bergabung dengan oosit akan membentuk zigot, dan secara normal akan berkembang menjadi embrio (Alfiah, 2011). Peran aktif spermatozoon sebagai gamet jantan penting pada keberhasilan munculnya individu baru. Standar kualitas sperma diperlukan dalam reproduksi (Yatim, 1982).
Tingkat kesuburan seorang pria dapat diukur dan dilakukan dengan cara memeriksa dan menganalisis spermanya, baik secara langsung atau menggunakan mikroskop. Analisis sperma menghasilkan parameter yang meliputi volume, pH, bau, warna, jumlah spermatozoa per mililiter, gerakan, dan bentuk spermatozoa (Surya, 2010). Dari hasil analisis sperma dapat terlihat kualitas dan kuantitas dari spermatozoa. Jika ditemukan fruktosa di dalam semen, harus dilakukan tindakan biopsi testis. Jika tidak ditemukan fruktosa di dalam semen, menunjukkan tidak adanya kelainan vesikula dan vasa seminalis yang bersifat kongenital (Syafrudin & Hamidah, 2009).
Beberapa hal yang mempengaruhi kualitas Spermatozoa antara lain adalah faktor lingkungan, pola hidup dan asupan gizi. Wonokusumo.............................................................
Berawal pada program research by learning (RBL) mata kuliah Spermatologi kali ini kami mencoba melakukan analisis lapangan ke daerah Wonokusumo untuk mengetahui dampak kondisi lingkungan, faktor ekonomi dan pola hidup masyarakat daerah setempat terhadap kesehatan reproduksi para warganya. Indikator dan parameter yang kami dapatkan meliputi penyebaran kuisioner dan juga pengambilan sampel semen warga setempat yang kemudian dianalisis di laboratorium Departemen Biologi Fakultas Sains dan Teknologi Universitas Airlangga Surabaya.

1.2. Rumusan Masalah
1. Bagaimanakah kualitas spermatozoa berdasarkan pola hidup masyarakat kecamatan Wonokusumo kelurahan Ujung RW ... RT ... ?
2. Bagaimanakah kualitas spermatozoa berdasarkan asupan gizi masyarakat kecamatan Semampir Kelurahan Ujung RW .. RT ... ?

1.3. Tujuan
1. Untuk mengetahui kualitas spermatozoa berdasarkan pola hidup masyarakat kecamatan Wonokusumo kelurahan Ujung RW ... RT ...
2. Untuk mengetahui kualitas spermatozoa berdasarkan asupan gizi masyarakat kecamatan Wonokusumo kelurahan Ujung RW ... RT ...

1.4. Manfaat
1. Untuk melatih kemampuan mahasiswa dalam mengamati dan menganalisa sperma
2. Untuk mengetahui hubungan antara kualitas lingkungan dengan kualitas sperma

BAB II
TINJAUAN PUSTAKA

2.1 SPERMATOZOA
Spermatozoon merupakan gamet jantan tunggal yang telah masak (melalui proses spermatogenesis) dan siap membuahi ovum. Spermatozoon berbeda pengertiannya dengan semen maupun spermatozoa. Semen merupakan nama lain dari mani yang diejakulasikan pria (terdiri dari plasma semen dan spermatozoa itu sendiri), sedangkan spermatozoa merupakan jamak spermatozoon (spermatozoon dalam jumlah yang banyak). Selama berhubungan seksual, volume semen yang biasa diejakulasikan rata-rata adalah 3,5 ml dan setiap satu ml semen rata-rata mengandung 120 juta spermatozoon. Bila diamati lebih dekat, sperma terlihat persis seperti sebuah mesin yang khusus didesain untuk mengangkut muatan genetis. Dalam muatan ini terdapat 23 kromosom yang dimiliki oleh laki-laki. Segala informasi mengenai tubuh manusia, bahkan hingga seluk-beluknya yang paling kecil, tersimpan dalam kromosom ini.
Perlu diketahui juga bahwa spermatozoon ini memiliki ukuran yang sangat kecil yaitu dengan panjang 0,05 µm, sehingga disebut sebagai sel terkecil dalam tubuh manusia.* Untuk mampu membuahi ovum, spermatozoon harus memiliki bentuk yang normal dan mampu bergerak secara progressif (lurus ke depan). Spermatozoon tersebut biasanya memiliki kemampuan berenang hingga 1-4 mm per menit. Spermatozoon harus menggetarkan ekornya lebih dari 1000 kali hanya untuk berenang 1,25 cm atau ½ inci (Siti Aisyah, 2010)

Gambar 1. Spermatozoa

Pada dasarnya, sperma memiliki bagian-bagian yang masing-masing memiliki fungsi yang mendukung proses fertilisasi dapat berlangsung. Bagian-bagian tersebut terbagi atas 3 bagian utama, yaitu:
1. Bagian Kepala
Pada bagian kepala spermatozoon ini, terdapat inti tebal dengan sedikit sitoplasma yang diselubungi oleh selubung tebal dan terdapat 23 kromosom dari sel ayah. Selubung tebal yang dimaksud adalah akrosom, fungsi dari akrosom adalah untuk melindungi, juga menghasilkan enzim. Akrosom ini mengandung enzim pembuahan yaitu hialuronidase dan akrosin. Yang masing-masing enzim tersebut memiliki fungsi yang berbeda. Hialuronidase merupakan enzim yang dapat melarutkan hialuronid pada korona radiata ovum, sehingga spermatozoon dapat menembus dan membuahi ovum. Sementara akrosin merupakan enzim protease yang dapat menghancurkan glikoprotein yang terdapat di zona pellusida ovum.
2. Bagian Badan
Terdapat sebuah mitokondria berbentuk spiral dan berukuran besar, berfungsi sebagai penyedia ATP/ energi untuk pergerakan ekor.
3. Bagian Ekor
Pada bagian ekor sperma yang cukup panjang terdapat Axial Filament pada bagian dalam,& membran plasma dibagian luar yang berfungsi untuk pergerakan sperma Berupa flagella untuk pergerakan spermatozoon. Bagian ini mengandung sedikit sekali sitoplasma dan mengandung rangka poros yang disebut aksonema.

2.2 MORFOLOGI SPERMATOZOA
Morfologi yang terlihat pada mikroskop bukanlah morfologi dari spermatozoon hidup, tetapi citra yang kita buat. Citra ini tergantung pada beberapa faktor, seperti : spermiogenesis, transport sperma, pematangan, aging, lamanya di plasma semen, teknik pengecatan, fiksasi, pewarnaan maupun kualitas mikroskop yang dipergunakan.
Pewarnaan dan pengecatan dengan kualitas tinggi sangat penting ketika melakukan morfologi sperma. Setiap spermatozoon tanpa ”cacat” secara morfologi adalah normal, diluar itu adalah abnormal.
Evaluasi yang dilakukan meliputi : kepala, midpiece, dan ekor spermatozoa.
Kriteria morfologi sperma disebut normal bila :

Gambar 2. Spermatozoa Normal

• Kepala : berbentuk oval, akrosom menutupi 1/3nya, panjang 3-5 mikron, lebar ½ s/d 2/3 panjangnya.
• Midpiece : langsing (< ½ lebar kepala), panjang 2x panjang kepala, dan berada dalam satu garis lengan sumbu panjang kepala.
• Ekor : batas tegas, berupa garis panjang 9 x panjang kepala.

Spermatozoa Abnormal



Istilah-istilah yang dipakai pada bentuk yang abnormal adalah :
a. Makro : 25 % > kepala normal
b. Mikro : 25 % < kepala normal
c. Taper : kurus, lebar kepala ½ yng normal, tidak jelas batas akrosom, memberi gambaran cerutu
d. Amorf : Bentuk kepala yg ganjil, permukaan tidak rata, tidak jelas batas akrosom
e. Round : bentuk kepala seperti lingkaran, tidak menunjukkan akrosom
f. Cytoplasmic droplet : menempel pada kepala atau midpiece, lebih cerah
g. Ekor abnormal : pendek / spiral / permukaan tidak halus / ganda
h. Bentuk normo, spermatozoa dengan kepala oval
i. Bentuk piri, spermatozoa dengan bentuk kepala seperti buah pir
j. Bentuk lepto, spermatozoa dengan bentuk kepala kurus memanjang
k. Bentuk terato, spermatozoa dengan bentuk kepala tidak tertentu
l. Bentuk kepala dua (double head). (Anton Darsono, 2010)

Morfologi bagian lain, meliputi pengamatan terhadap adanya :
a. Midpiece defect, spermatozoa dengan sisa sitoplasma didaerah lehernya
b. Cytoplasmic droplet, spermatozoa yang bagian ekornya masih mengandung sisa sitoplasma
c. Kelainan ekor, meliputi ekor yang melingkar tertekuk tajam, bercabang dan putus

Spermatozoa disebut mempunyai kualitas bentuk yang cukup baik bila ≥ 50% spermatozoa mempunyai morfologi normal. Bila > 50% spermatozoa mempunyai morfologi abnormal, maka keadaan ini di sebut teratozoospermia.

2.3 ANALISIS SEMEN
Analisis semen merupakan suatu pemeriksaan yang dapat menentukan penyebab infertilitas. Masturbasi merupakan metode umum untuk memperoleh spesimen. Cara ini merupakan metode yang paling dianjurkan untuk memperoleh sperma, biasanya dengan tangan (baik tangan sendiri maupun tangan istrinya) atau dengan suatu alat tertentu. Kebaikan cara ini menghindari kemungkinan tumpah ketika menampung sperma, menghindari dari pencemaran sperma dengan zat-zat yang lain.
Parameter-parameter sperma dapat dinyatakan secara :
1. Kuantitatif, misalnya volume, jumlah spermatozoa/ml, kadar fruktosa.
2. Semi kuantitatif, misalnya viskositas sperma, motilitas spermatozoa.
3. Kuantitatif, misalnya bau dan warna sperma.
Yang akan dibahas berikut adalah pemeriksaan parameter-parameter sperma pada analisa sperma dasar Analisis sperma dasar dilakukan menurut tahapan sebagai berikut :
a. Pemeriksaan makroskopis.
Segera setelah sperma diejakulasikan, hendaknya diamati :
1. Ada/tidaknya koagulum
2. Warna sperma
3. Bau sperma
4. Proses likuefaksi sperma
Setelah proses likuefaksi selesai, ditentukan parameter sebagai berikut :
1. Volume sperma
2. pH sperma
3. Warna sperma
4. Viskositas sperma

b. Pemeriksaan mikroskopis
Pemeriksaan mikroskopis dilakukan setelah proses likuefaksi selesai.
Pemeriksaan ini meliputi :
1. Motilitas spermatozoa
2. Jumlah spermatozoa
3. Morfologi spermatozoa
4. Viabilitas spermatozoa
5. Aglutinasi spermatozoa

c. Jumlah spermatozoa/ml
Jumlah spermatozoa/ml yang menjadi pegangan untuk dikatakan cukup, kurang ataupun berlebih adalah 20 juta/ml. Istilah yang dipakai adalah sbb :
a) 0 Juta/ml disebut Azoospermia
b) 0 - 5 juta/ml disebut Ekstrimoligozoospermia
c) < 20 juta disebut oligozoospermia
d) 250 Juta/ml disebut Polizoospermia
e) Jumlah spermatozoa 20 – 250 juta/ml sudah dianggap masuk dalam batas-batas yang normal.
d. PROSENTASE SPERMATOZOA MOTIL
Kualitas pergerakan spermatozoa disebut baik bila 50% atau lebih spermatozoa menunjukkan pergerakan yang sebagian besar adalah gerak yang cukup baik atau sangat baik (grade II/III). Gradasi menurut W.H.O. untuk pergerakan spermatozoa adalah sebagai berikut:
a) 0 = spermatozoa tidak menunjukkan pergerakan
b) 1 = spermatozoa bergerak ke depan dengan lambat
c) 2 = spermatozoa bergerak ke depan dengan cepat
d) 3 = spermatozoa bergerak ke depan sangat cepat
e) Bila spermatozoa yang motil kurang dari 50%, maka spermatozoa disebut astenik. Istilah yang digunakan adalah Astenozoospermia.
f) Bila sperma immotil > 50 % maka dilakukan uji viabilitas (vitality test)

Gambar 4. Viabilitas Spermatozoa

Secara umum parameter sperma normal adalah sebagai berikut :
Volume : 2 ml atau lebih
pH : 7,2 – 8
Bau : Khas
Warna : Kelabu pucat
Konsentrasi : 20 juta per mililiter
Gerakan : Sebesar 50% atau lebih cenderung bergerak ke depan
Bentuk : Sebesar 30% atau lebih normal atau kurang dari 20% abnormal
Sumber: Surya Gunawan, 2010. Dan Baziad A.S., 2003, Endokrinologi Ginekologi

BAB III
CARA KERJA

I. Pada saat di lapangan
1. Meminta izin pada ketua RT/RW setempat.
2. Meyebarkan lembar kuesioner kepada warga setempat.
3. Meminta izin kepada warga yang mau di minta sample urin dan semen.
4. Mengambil sample urin dan semen untuk di perikasa di laboratorium.

II. Pada saat di Laboratorium
A. Pemeriksaan secara makroskopis
Pemeriksaan makroskopis meliputi pemeriksaan volume, pH warna, bau dan viskositas.
1. Volume diukur dengan gelas ukur yang berskala 0,1 ml.
2. pH diperiksa dengan kertas lakmus dengan pH 6,6 - 8,0. secara normal semen bersifat basa (ph 7,2-7,4). Jika pH bersifat sangat asam (pH<6) menunjukkan adanya kegagalan sekresi kelenjar asesoris, tetapi jika pH sangat basa (pH>8) menunjukkan adanya infeksi saluran reproduksi.
3. Bau dibedakan atas bau khas, amis, dan busuk.
4. Warna dibedakan atas warna putih keruh (kekuningan), putih keabuan dan putih kemerahan.
5. Viskositas atau kekentalan ditentukan dengan pipet Eliasson dan stop watch atau dapat juga secara kualitatif.

B. Pemeriksaan secara mikroskopis
Bahan Dan Alat:
1. Semen manusia
2. Gelas obyek cekung
3. Pipet
4. Mikroskop cahaya
5. Stop watch
6. Hemositometer
7. Counter
8. Gelas obyek dan gelas penutup
9. Bunsen dan spirtus
10. Kertas tissue gulung
11. Zat warna Eosin 1% dan Nigrosin 10%

1. Motilitas Spermatozoa
Pengamatan secara langsung, dilakukan berdasarkan petunjuk dari WHO (1992) dengan mekanisme sebagai berikut.
Kategori A : spermatozoa bergerak cepat ke depan
Kategori B : spermatozoa bergerak cepat atau lambat dan tidak beraturan
Kategori C : spermatozoa bergerak ditempat
Kategori D : spermatozoa tidak bergerak
Dari keempat kategori tersebut, spermatozoa dikatakan normal bila:
kategori A > 25% dan
B > 25% atau
(A + B) > 50% dalam 60 menit setelah dikoleksi.

2. Viabilitas dan Morfologi
Cara Kerja
a) Satu tetes suspensi spermatozoa + 1 tetes Eosin 1% + 1 tetes Nigrosin 10% diletakkan dalam gelas obyek, dihomogenkan dan dibuat hapusan, kemudian dikering anginkan (2-4 menit).
b) Viabilitas spermatozoa dapat diamati di bawah mikroskop cahaya pembesaran 400x. Spermatozoa yang berwarna merah menunjukkan spermatozoa yang mati dan sebaliknya yang tidak berwarna adalah yang hidup. Hitunglah persentase spermatozoa yang hidup dan mati.
c) Morfologi spermatozoa diamati dibawah mikroskop cahaya 100x dan 400x. Hitunglah persentase spermatozoa yang normal dan tidak normal.

3. Jumlah Spermatozoa, Leukosit dan Eritrosit
Cara Kerja
1) jumlah spermatozoa dihitung dengan cara suspensi spermatozoa sebanyak 1 ml diletakkan di atas gelas hemositometer, kemudian ditutup dengan kaca penutup. Jumlah spermatozoa dihitung di bawah mikroskop cahaya dengan pembesaran 400 x.
2) Jika spermatozoa terlalu padat, perlu dilakukan pengenceran (10x) dengan cara menggunakan pipet hemositometer, hisaplah suspensi spermatozoa hingga menunjukkan angka 1, setelah itu hisaplah larutan fisiologis (NaCl) (untuk mengencerkan) hingga menunjukkan angka 11. Homogenkan lalu diletakkan di atas gelas hemositometer, kemudian ditutup dengan kaca penutup. Jumlah spermatozoa dihitung di bawah mikroskop cahaya dengan pembesaran 400 x.
3) Hal ini (cara no.2) juga dilakukan untuk menghitung leukosit dan eritrosit, namun sebelumnya dilakukan pengukuran pengenceran terlebih dahulu menggunakan tabung atau pipet dari hemositometer (cara pengukurannya lihat pada petunjuk praktikum Fisiologi Hewan)
4) Cara menghitung spermatozoa adalah sebagai berikut:
a. Suspensi spermatozoa diletakkan ke dalam kamar hitung (hemositometer)
b. Hindari terbentuknya gelembung udara pada saat menutup kamar hitung dengan gelas penutup
c. Bilik hemositometer yang digunakan adalah bilik yang besar (ada 4 bilik: atas kiri dan kanan, bawah kiri dan kanan), kecuali untuk menghitung eritrosit menggunakan bilik kecil (ada 5 bilik).
d. Spermatozoa yang dihitung adalah spermatozoa yang terletak di bagian tengah dan tepi bilik (sebelah atas dan kiri bilik), sedang spermatozoa yangterletak di tepi bilik bagian kanan dan bawah tidak dihitung.
e. Rata-rata jumlah spermatozoa (n) diperoleh dari total penjumlahan spermatozoa yang ada di setiap bilik dibagi 4
f. Panjang setiap bilik adalah 1 mm dan tinggi 0,1 mm, sehingga volume bilik = 0,1 mm3 (1,0 mm2 x 0,1 mm atau 1,0 x 10-4 ml)
g. Jumlah spermatozoa dihitung dengan rumus jumlah sel/ml = jumlah spermatozoa (n) x 104 x faktor pengenceran

4. Aglutinasi
Cara Kerja
1) Satu tetes supernatan diletakkan dalam gelas obyek cekung kemudian diamati dibawah mikroskop cahaya 100x.
2) Hitung jumlah spermatozoa yang mengalami aglutinasi (bergerombol) dengan interval waktu 60, 75, 90, 105, dan 120 menit setelah ejakulasi.
3) Aglutinasi spermatozoa dapat terjadi antara: bagian kepala-kepala, ekor-ekor dan kepala-ekor.
4) Ulangi penghitungan 10 kali.

Beberapa Istilah Dalam Analisis Kualitas Spermatozoa:
a. Azoospermia, tidak terdapat spermatozoa dalam ejakulat, setelah sentrifuge.
b. Extreem oligo, jumlah spermatozoa kurang dari 5 juta per ml ejakulat
c. Oligospermia, jumlah spermatozoa antara 5-<20 juta per ml ejakulat
d. Asthonospermia, jumlah spermatozoa yang bergerak baik kurang dari 50%
e. Teratospermia, jumlah spermatozoa normal kurang dari 50%
f. Necrospermatozoa, smua spermatozoa mati
g. Leukospermia, sperma mengandung leukosit lebih dari 1200/mm3
h. Haemospermia, terdapat eritrosit dalam ejakulat
i. Normospermia, spermatozoa 20 juta/ml ejakulat, motilitas 50% atau lebih, spermatozoa normal 50% atau lebih
j. Hypospermia, volume ejakulat kurang dari 1 ml
k. Hyperspermia, volume ejakulat lebih dari 6 ml

Cara Kerja
1. Satu tetes supernatan diletakkan dalam gelas obyek cekung kemudian diamati dibawah mikroskop cahaya 100x.
2. Hitung persentase motilitas spermatozoa (dari 100 spermatozoa) dengan menggunakan kategori dari WHO.


BAB IV
HASIL DAN ANALISIS DATA

Hasil pengamatan
A. Pengamatan makroskopis
Gang Volume Bau (Keruh) Warna (Putih keruh) pH Viskositas replikasi ke-
1 2 3 4 5
8 2,4 ml + +++ 7,5 20:46 01:17 01:09 01:21 00:47
9 1,6 ml +++ + 8,5 03:31 02:41 01:49 00:51 02:49

B. Pengamatan mikroskopis
Aglutinasi
Gang Replikasi ke- Aglutinasi (menit)
45 60 75 90 105
8 1 7 8 1 - -
2 5 3 1 - -
3 7 2 1 - -
4 7 1 - - -
5 8 - 2 - -
Rata-Rata 6,8 2,8 1 0 0
9 1 7 6 3 - -
2 8 5 2 - -
3 9 4 2 1 -
4 10 5 3 - -
5 8 5 2 - -
Rata-Rata 8,4 5 2,4 0,2 0


Motilitas
Gang Replikasi ke- Jenis motilitas Total
A B C D
8 1 43 15 7 35 100
2 50 17 15 18 100
3 46 15 5 34 100
4 36 11 13 40 100
5 42 12 16 30 100
Total 217 70 56 157
Rata-Rata 43,4 14 11,2 31,4
9 1 29 26 29 17 100
2 40 31 22 7 100
3 47 35 177 1 100
4 36 37 16 11 100
5 38 41 14 7 100
Total 190 170 258 43
Rata-Rata 38 34 51.6 8.6

Jumlah
Gang Replikasi ke- Pengamatan pada Jumlah Rata-rata
Kanan-atas Kiri-atas Kanan-bawah Kiri-bawah
8 1 1.272 1.242 918 1.434 4866 1216,5
2 632 460 632 468 2192 574,67
3 202 85 81 84 452 122,67
4 211 118 120 145 594 149,67
5 83 109 113 85 390 101,67
408,502
9 1 16 19 25 32 92 20
2 119 123 37 98 377 93
3 20 20 30 26 96 23,33
4 40 21 13 23 97 24,67
5 11 15 14 25 65 13,33
34,87


Morfologi
Gang Replikasi ke- Jenis spermatozoa
normal tidak normal
8 1 85 1
2 31 -
3 39 3
4 24 -
5 19 -
Rata-Rata 39,6 0,8
9 1 18 -
2 16 -
3 24 -
4 27 -
5 30 -
Rata-Rata 22,4 0


Viabilitas
Gang Replikasi ke- Keadaan spermatozoa
mati hidup
8 1 30 13
2 16 8
3 18 6
4 19 9
5 25 11
Rata-Rata 21,6 9,4
9 1 22 10
2 11 5
3 20 3
4 25 4
5 25 7
Rata-Rata 20,6 5,8







BAB V
PEMBAHASAN


BAB VI
KESIMPULAN
Dari hasil research by learning (RBL) yang telah kami lakukan melalui pengambilan beberapa sampel semen warga di daerah RW ..... kelurahan Ujung kecamatan Wonokusumo didapatkan kesimpulan bahwa kualitas spermatozoa ......


























DAFTAR PUSTAKA

Hayati, A., A. Devi and I.B. Rai Pidada. 2005. Spermatozoa Motility and Morphological Recovery Process in Mice after The Induction of 2-Methoxyethanol, Folia Medica Indonesian. Vol. 41, 2: 90-95.
Hayati, Alfiah. 2010. Spermatologi Bahan Ajar. Surabaya : Departemen Biologi Universitas Airlangga
Syafrudin, Hamidah. 2009. Kebidanan Komunitas. Jakarta : Penerbit Buku Kedokteran EGC.
Gunawan, Surya. 2010. Mau Anak Laki-Laki Atau Perempuan. Jakarta Selatan : PT. Agromedia Pustaka.
Anonimus. 2009. Analisis Sperma. http://syl4r.blogspot.com/2009/01/analisis-sperma.html (diakses pada tanggal 31 Mei 2011)
Rifal, M. 2009. Analisis Sperma. http://korek-obgin.blogspot.com/2009/12/analisis-sperma_14.html (diakses pada tanggal 4 Juni 2011).
Darsono, Anton. 2010. Analisa Spermatozoa. http://klinikandrologi.blogspot.com/2008/06/membaca-hasil-analisa-sperma.html (diakses pada tanggal 12 Juni 2011).
Gozali, Amir. 2009. Analisa Sperma. http://infoanalis.blogspot.com/2009/01/analisa-sperma.html (diakses pada tanggal 12 Juni 2011).
Darsono, Anton. 2010. Morfologi Spermatozoa. http://analisasperma.blogspot.com/2010/12/interpretasi-hasil.html (diakses pada tanggal 12 Juni 2011).

Biodiversitas Jeruk Manis di Indonesia

BAB I
PENDAHULUAN
1.1 Latar Belakang
Indonesia yang termasuk negara tropis berada pada kawasan yang dilalui garis katulistiwa merupakan habitan yang mendukung pertumbuhan buah jeruk, dan dapat ditanami buah jeruk hingga ketinggian 2.000 m dpl, dengan temperature optimal pertumbuhannya antara 25-30oC (Pracaya, 1992). Potensi dan peluang pengembangan tanaman jeruk manis di Indonesia sangat besar, baik ditinjau dari potensi lahan, keragaman jenis, maupun dari aspek petani dan teknologi. Diketahui bahwa buah jeruk manis memiliki prospek ekonomi yang lebih baik bila dijual tidak hanya dalam bentuk buah segar, ditambah lagi karena kulitnya lebih sukar dikupas dibandingkan dengan jeruk keprok diadakan produk olahan yang dapat dikembangkan antara lain bahan pewarna, tepung kulit buah, juice, cocktail dan sirup buah jeruk. Produk olahan yang memiliki prospek ekonomi dari sisi profit yang terbesar adalah sirup buah dan cocktail. Sedangkan dari sisi pemanfaatan produk samping (kulit buahnya) masih memerlukan banyak kajian ulang (Kastaman, 2007).
Sesudah perang dunia ke II di Indonesia telah banyak ditanaman varietas jeruk manis, tetapi akhir-akhir ini tanaman jeruk tidak begitu pesat perkembangannya. Penyebabnya bermacam-macam, di antaranya karena serangan penyakit CVPD (Citrus Vein Phloem Degeneration), penyakit akar, pemasarannya pun kalah dengan jeruk keprok, jeruk siem, dan lain-lain.

1.2 Rumusan Masalah
Berdasarkan latar belakang permasalahan di atas, maka diajukan rumusan masalah sebagai berikut :
1. Bagamana distribusi jeruk manis (Citrus aurantium L.) di Indonesia ?
2. Apa saja faktor-faktor yang mempengaruhi pertumbuhan jeruk manis (Citrus aurantium L.) di Indonesia agar produksi buahnya meningkat ?
3. Apa saja varietas jeruk manis (Citrus aurantium L.) yang ada di Indonesia ?

BAB II
TINJAUAN PUSTAKA

2.1 BOTANI JERUK MANIS (Citrus sinensis L.)
A. Taksonomi
Jeruk manis, disebut juga jeruk peras, mempunyai nama ilmiah Citrus sinensis (L.) Osbeck. Sinonim : Citrus aurantium L. var. sinensis L. Jeruk manis ini termasuk dalam klasifikasi berikut ini :
Kingdom : Plantae (Tumbuhan)
Subkingdom : Tracheobionta (Tumbuhan berpembuluh)
Super Divisi : Spermatophyta (Menghasilkan biji)
Divisi : Magnoliophyta (Tumbuhan berbunga)
Kelas : Magnoliopsida (berkeping dua / dikotil)
Sub Kelas : Rosidae
Ordo : Sapindales
Famili : Rutaceae (suku jeruk-jerukan)
Genus : Citrus
Spesies : Citrus sinensis (L.) Osbeck
Banyak jeruk yang dikawinsilangkan sehingga terjadi hibrid, di antaranya yaitu mandarin dikawinkan dengan jeruk manis menghasilkan jeruk tangor, Poncirus dikawinkan dengan jeruk manis menghasilkan jeruk citrange.

B. Morfologi
jeruk manis termasuk kelas Dicotyledoneae (berkeping dua), mempunyai ciri-ciri :
 Dapat hidup bertahun-tahun
 Perakarannya dalam
 Mempunyai akar tunggang dan akar serabut
 Dapat dikembangkanbiakkan secara vegetatif (cangkok) maupun generatif (dengan biji)
 Mahkota daun bulat dan
 Kerimbunan sedang.
Buah jeruk manis berukuran besar, tangkainya kuat. Bentuknya bulat, bulat lonjong, atau bulat rata (papak) dengan bagian dasar bulat, ujungnya bulat atau papak, bergaris tengah 4-12 cm. buah yang masak berwarna oranye, kuning, atau hijau kekuningan, berbau sedikit harum, agak halus, tidak berbulu, kusam, dan sedikit mengilat. Kulit buah tebalnya 0,3 – 0,5 cm, dari tepi berwarna kuning atau oranye tua dan makin ke dalam berwarna putih kekuningan sampai putih, berdaging, dan kuat melekat pada dinding buah. Di dalam kulit buah ada segmen (bagian buah) yang jumlahnya 8-13 buah mengelilingi sumbu yang kuat. Setiap segmen mempunyai kulit tipis, kuat, putih transparan (jernih), dan melekat satu sama lain dengan kuat. Di dalam segmen segmen ada daging (pulp) yang berwarna kuning, oranye kekuningan, atau kemerahan. Berbau sedikit harum, rasanya manis atau sedikit asam tetapi segar. Pulp itu terdiri dari gelembung kecil yang kedua ujungnya runcing atau tumpul, berisi cairan, dan letaknya bebas. Kelopak buah berbentuk seperti bintang dengan 3-6 segmen berbentuk segitiga, bergaris tengah 1-1,5 cm.

C. Komposisi Buah
Komposisi buah jeruk manis terdiri dari bermacam-macam, diantaranya air 70-92% (tergantung kualitas buah), gula, asam organik, asam amino, vitamin, zat warna, mineral, dan lain-lain.





BAB III
PEMBAHASAN

3.1 Distribusi Jeruk Manis di Indonesia
Asal jeruk adalah dari Asia Timur dan Asia Tenggara, membentuk sebuah busur yang membentang dari Jepang terus ke selatan hingga kemudian membelok ke barat ke arah India bagian timur. Jeruk manis berasal dari Asia Timur.
Buah ini berasal dari banyak tempat di sekitar Mediterania, dari Afrika dan Brasil. Tempat asalnya adalah India, Tiongkok Selatan dan Indonesia. Pelaut Portugis membawa buah-buahan ini ke Eropa untuk pertama kalinya pada abad 17.
Sejak ratusan tahun yang lalu, jeruk sudah tumbuh di Indonesia baik secara alami atau dibudidayakan. Jeruk manis (Citrus aurantium L.) berasal dari India timur laut, Cina selatan, Birma utara, dan Vietnam. Pada saat sekarang jeruk manis sudah banyak ditanam di daerah tropis maupun subtropis.
Distribusi jeruk di Indonesia tersebar meliputi: Garut (Jawa Barat), Tawangmangu (Jawa Tengah), Batu dan Pacitan (Jawa Timur), Tejakula (Bali), Selayar (Sulawesi Selatan), Pontianak (Kalimantan Barat) dan Medan (Sumatera Utara). Karena adanya serangan virus CVPD (Citrus Vein Phloen Degeneration), beberapa sentra penanaman mengalami penurunan produksi yang diperparah lagi oleh sistem monopoli tata niaga jeruk yang saat ini tidak berlaku lagi. Dimana Indonesia menghasilkan 78.674 MT. Namun untuk area produksi di Jawa Timur, utamanya jeruk manis banyak dihasilkan dari kawasan Malang (BPS, 2008).
Sedangkan Pacitan adalah kota pertama, sebagai potensi atau peluang yang cukup menjanjikan dalam pengembangan usaha pertanian jeruk manis ini, dilihat dari keuntungan yang diterima. Kedua dari segi ekonomis Jeruk Manis Pacitan memiliki nilai jual yang relatif cukup tinggi. Ketiga jeruk manis memiliki nilai tambah dari hasil pengolahannya menjadi minuman sari buah Jeruk Manis Pacitan.

3.2 Faktor-Faktor Yang Mempengaruhi Pertumbuhan Jeruk Manis (Citrus Aurantium L.) di Indonesia Dalam Peningkatan Hasil Produksi Buah.
Pertumbuhan jeruk manis di Indonesia dipengaruhi oleh beberapa faktor lingkungan yang dapat mempengaruhi hasil produksi buahnya. Tanaman jeruk manis, dan juga jeruk manis lainnya, dapat di tanam di daerah antara 400 LU dan 400 LS. Namun tanaman jeruk paling banyak terdapat di daerah 200 - 400 LU dan 200 - 400 LS. Di sekitar Laut Tengah, daerah 440 LU, masih merupakan daerah yang cocok untuk tanaman jeruk. Jeruk manis tumbuh dan menghasilkan buah dengan baik jika ditanam pada daerah subtropis dengan suhu optimal 250-300C. Di atas dan di bawah temperatur optimal pertumuhannya akan berkurang. Apabila temperatur di atas 380C atau di bawah 130C kemungkinan pertumbuhannya akan terhenti. Namun, ada juga tanaman jeruk yang masih bisa bertahan sampai temperatur 500C atau sedikit di bawah 00C. Di daerah subtropis, produksi jeruk lebih tinggi dari pada di daerah tropis. Hal ini kemungkinan disebabkan oleh iklim yang berbeda atau karena faktor-faktor lain yang dilakukan lebih intensif, seperti pemupukan, pengairan, pengendalian hama penyakit dan lain-lain. Menurut Savage, produksi jeruk di daerah subtropis dapat mencapai 36 – 40 ton per hektar, sedangkan di daerah tropis hanya mencapai 13 – 22 ton per hektar.
Tanaman jeruk manis ditanam diberbagai jenis tanah, dari tanah pasir kasar sampai tanah liat berat. Tanah tidak boleh tergenang air. Didaerah yang tergenang air harus segera dikeringkan, atau menanamnya pada tanah yang ditinggikan. Drainase yang baik sangat perlu untukmemperoleh hasil yang tinggi. Tanah yang baik untuk tanaman jeruk yaitu bila berasal dari endapan yang subur, cukup dalam dan tidak beragam. Walaupun tanaman jeruk bisa ditanam ditanah berat, tetapi lebih baik bila ditanam di tanah ringan sampai sedang, yang erasi (peredaran udara) cukup baik, gembur, cukup dalam, air bisa merembes, dan cukup bahan organik.
Sinar matahari memiliki peranan penting dalam kehidupan tanaman jeruk. Tanaman jeruk memerlukan sinar matahari yang penuh, bila terlindung akan berkurang produksinya. Tanaman jeruk bisa menghasilkan buah yang lumayan bila memperoleh sejumlah panas tertentu. Jeruk manis Navel dan Valencia memerlukan jumlah panas yang sedang; jeruk peras grape fruit memerlukan jumlah panas yang tinggi; jeruk Eureka dan Lisbon (kultivar lemon) memerlukan jumlah panas yang rendah.
Di daerah subtropis, tanaman jeruk manis pada umumnya di tanam di daerah yang lebih rendah. Seagai contoh di daerah California, jeruk di tanam di daerah dengan ketinggian kurang dari 700 m, di Spanyol kurang dari 250 m, sedangkan di Indonesia banyak di tanam di daerah yang tinggi, misalnya di daerah Kabanjahe, Ngablak, Tawangmangu yang ketingginnya lebih dari 1000 m.
Air merupakan salah satu faktor yang sangat penting untuk pertumbuhan tanaman jeruk manis, pembentukan buah, fotosintesis, dan lain lain. Air sebagai komponen semua jaringan tanaman. KAndungan air pada daun dan tunas sekitar 50% – 70%, pada buah lebih kurang 85%, dan pada akar kira-kira 60% - 85%. Air melarutkan unsur hara dan membawanya ke seluruh tubuh tanaman.Selain itu air diperlukan untuk memelihara turgor tanaman, mengatur kedaan panas tanaman, dan berperan serta dalam pembentukan tubuh tanaman dan aktivitas kehidupan sel-sel dalam semua jaringan tanaman.
Curah hujan sekurang-kurangnya 700 mm tiap tahun, yang baik bila merata. Walaupun curah hujan 1.250 – 1.850 mm tetapi kalau turunnya tidak merata, maka perlu adanya tambahan pengairan. Bila hujan terlalu banyak mungkin juga akan timbul penyakit (misalnya jamur upas), atau tergenang terlalu lama sehingga tanaman dapat mati.
Kebun jeruk yang sering dilanda angin yang cukup besar, perlu ditanami tanaman penahan angin. Angin dengan kecepatan 24 – 32 km per jam menyebabkan buah jeruk seperti tergores; kecepatan 40 – 48 km per jam buah akan terguncang-guncang, mungkin juga ada yang rontok; kecepatan 48 – 64 km per jam buah yang masak akan rontok semua. Untuk menghindari hembusan angin, sebaiknya di sekeliling kebun ditanami tanaman penahan angin. Tanaman penahan angin tersebut ditanam terlebih dahulu dari pada tanaman jeruk sehingga dapat melindugi tanaman dari hembusan angin.
Dengan memenuhi sesuai aturan dan beberapa faktor seperti diatas maka diharapkan dapat meningkatkan hasil produksi buah jeruk manis. Sehingga komoditas jeruk manis di Indonesia meningkat dan distribusinya berkembang dengan baik.

3.3 Varietas Jeruk Manis
Jeruk manis dibagi menjadi 4 golongan, yaitu jeruk manis biasa (common orange, blond orange), jeruk manis pusar (navel orange), jeruk manis merah darah (pigmented orange) dan jeruk manis tidak asam (acidless orange).
Varietas jeruk manis cukup banyak, diantaranya jeruk manis nanas, puser, merah data, tidak asam, batu, Hamlin, Shamouti, Tenerife, Thomson, Australia, Brasil, dan Sunkist. Seringkali jeruk manis disebut pula dengan nama daerah asalnya, misalnya jeruk manis batu karena asalnya dari Batu (Pracaya, 2003).
Menurut AKK (1994) jenis-jenis jeruk yang ada di Indonesia cukup banyak, antara lain sebagai berikut :
1. Jenis jeruk manis (Citrus aurantium L.)
2. Jenis jeruk keprok (Citrus reticula Blaco atau Citrus nobilis)
3. Jenis jeruk besar (Citrud maxima Merr, Citrus grandis Osbeck)
4. Jenis jeruk lemon (Citrus limon Linn)
5. Jenis jeruk lime (Citrus aurantifolia Swingle)
6. Jenis jeruk sitrun (Citrus medica Limnaeus)
7. Jenis jeruk grape fruit (Citrus paradisi Mactadijen)
8. Jenis jeruk hybrid.


BAB IV
KESIMPULAN

1. Distribusi jeruk di Indonesia tersebar meliputi: Garut (Jawa Barat), Tawangmangu (Jawa Tengah), Batu dan Pacitan (Jawa Timur), Tejakula (Bali), Selayar (Sulawesi Selatan), Pontianak (Kalimantan Barat) dan Medan (Sumatera Utara).
2. Pertumbuhan, hasil produktivitas dan distribusi jeruk manis dipengaruhi oleh iklim, temperatur, tingkat penyinaran matahari, curah hujan, kelembaban, air dan angin.
3. Jeruk manis tumbuh dan menghasilkan buah dengan baik jika ditanam pada daerah subtropis dengan suhu optimal 250-300C dibandingkan dengan jeruk manis yang ada di daerah tropis.
4. Varietas jeruk manis menurut Pracaya (2003) ada 11 varietas. Sedangkan menurut AKK (1994) ada 8 varietas.



DAFTAR PUSTAKA

http://repository.usu.ac.id/bitstream/123456789/16346/3/Chapter%20II.pdf diakses pada tanggal 15 April 2011. http://sulsel.litbang.deptan.go.id/index.php?option=com_content&view=article&id=168:lahan-untuk-usaha-tani-tanaman-jeruk&catid=45:buletin-volume-i-nomor-i-tahun-2006&Itemid=53 diakses pada tanggal 15 April 2011.
http://health.groups.yahoo.com/group/dokter_umum/message/17633 diakses pada tanggal 15 April 2011.
http://id.wikipedia.org/wiki/Citrus_%C3%97_sinensis diakses pada tanggal 15 April 2011.
http://id.wikipedia.org/wiki/Jeruk diakses pada tanggal 15 April 2011.
http://www.epochtimes.co.id/keluarga.php?id=418 diakses pada tanggal 15 April 2011.
http://student-research.umm.ac.id/index.php/dept_of_agribisnis/article/view/1547 diakses pada tanggal 15 April 2011.
http://migroplus.com/brosur/Budidaya%20jeruk.pdf diakses pada tanggal 15 April 2011.

Pengaruh Inokulasi Rhizobium dan Azotobacter chroococcum - Jurnal terjemahan

BAB I
PENDAHULUAN
1.1 Latar Belakang
Klasifikasi dan Deskripsi dari Azotobacter chroococcum
Kingdom : Bacteria
Filum : Proteobacteria
Kelas : Gammaproteobacteria
Ordo : Pseudomonadales
Famili : Azotobacteraceae
Genus : Azotobacter
Spesies : Azotobacter chroococcum
Deskripsi :
Azotobacter adalah bakteri aerobik, mikroba tanah yang hidup bebas yang memainkan peran penting dalam siklus nitrogen di alam, mengikat nitrogen atmosfer, yang tidak bisa diakses untuk tanaman, dan melepaskannya dalam bentuk ion amonium dalam tanah. Selain sebagai model organisme, digunakan oleh manusia untuk produksi pupuk hayati, makanan tambahan dan beberapa biopolimer. Azotobacter adalah bakteri Gram-negatif, mereka ditemukan di tanah netral dan alkali, dalam air dan dalam hubungannya dengan beberapa tanaman.

Klasifikasi dan Deskripsi dari Bacillus megaterium
Kingdom : Bacteria
Filum : Firmicutes
Kelas : Bacilli
Ordo : Bacillales
Famili : Bacillaceae
Genus : Bacillus
Species : Bacillus megaterium
Deskripsi :
Bacillus megaterium adalah bakteri berbentuk batang, gram-positif, membentuk endospora, spesies bakteri digunakan sebagai inokulan tanah di pertanian dan hortikultura. Bacillus megaterium mampu bertahan dalam beberapa kondisi ekstrim. Apabila terdapat kondisi yang menguntungkan, spora dapat bertahan.

1.2 Rumusan Masalah
1. Apakah efek dari inokulasi Rhizobium dengan penambahan Azotobacter Chroococcum dan Bacillus megaterium pada pertumbuhan vegetatif buncis (cv. Bronco dan Paulista) pada tanah liat?
2. Apakah efek dari strain bakteri pada bintil akar dan fiksasi N2 buncis (cv. Bronco dan Paulista) pada tanah liat?
3. Apakah efek dari strain bakteri pada jumlah total bakteri, fungi, dan actinomycetes buncis (cv. Bronco dan Paulista) pada 2 musim panas tahun 2007 dan 2008?
4. Apakah efek dari strain bakteri pada hasil dan parameter buncis (cv. Bronco dan Paulista) selama tahun 2007 dan 2008?
5. Apakah efek dari strain bakteri pada karakteristik polong dan kandungan kimia buncis (cv. Bronco dan Paulista) selama tahun 2007 dan 2008?
6. Apakah efek dari strain bakteri pada kandungan N, P, K polong dan daun buncis (cv. Bronco dan Paulista) selama tahun 2007 dan 2008?
1.3 Tujuan
1. Mengetahui efek dari inokulasi Rhizobium dengan penambahan Azotobacter Chroococcum dan Bacillus megaterium pada pertumbuhan vegetatif buncis (cv. Bronco dan Paulista) pada tanah liat.
2. Mengetahui efek dari strain bakteri pada bintil akar dan fiksasi N2 buncis (cv. Bronco dan Paulista) pada tanah liat.
3. Mengetahui efek dari strain bakteri pada jumlah total bakteri, fungi, dan actinomycetes buncis (cv. Bronco dan Paulista) pada 2 musim panas tahun 2007 dan 2008.
4. Mengetahui efek dari strain bakteri pada hasil dan parameter buncis (cv. Bronco dan Paulista) selama tahun 2007 dan 2008.
5. Mengetahui efek dari strain bakteri pada karakteristik polong dan kandungan kimia buncis (cv. Bronco dan Paulista) selama tahun 2007 dan 2008.
6. Mengetahui efek dari strain bakteri pada kandungan N, P, K polong dan daun buncis (cv. Bronco dan Paulista) selama tahun 2007 dan 2008.

1.4 Bahan dan Alat
Bahan dan Alat yang digunakan adalah:
1. 2 cultivar buncis, yang bernama Bronco dan Paulista
2. Rhizobium leguminosarium biovar phaseoli “ARC301”
3. Azotobacter chroococcum “AZ1”
4. Bacillus megaterium var phosphaticum “BM3”
5. NPK
6. Tanah liat
7. Lem Arab 40%
8. Thin film
9. Yeast extract mannitol untuk Rhizobium
10. Modif Ashby untuk Azotobacter
11. Bunt dan Rovira untuk Bacillus megaterium
12. Suplement vermikulit 10% tanah gambut
13. Kantong polietilen
14. Gamma irradiation (5.0 x 108 rads)
15. Air

1.5 METODE PENELITIAN

Penelitian ini dilakukan selama 2 musim panas pada tahun 2007 dan 2008 di Laboratorium Penelitian, Fakultas Pertanian, Universitas kairo, Giza, untuk mempelajari respons dari 2 jenis buncis (Phaseolus vulgaris L.), dengan varietas Bronco dan Paulista untuk diinokulasi dengan Rhizobium leguminosarum biovar phaseoli “ARC301” Azotobacter chrococcum “AZ1” dan Bacillus megaterium var. phosphaticium “BM3”.
Sebelum melakukan penelitian lebih lanjut, maka peneliti melakukan uji fisika kimia tanah untuk melihat jenis tanah, kelembaban, kandungan hara dan pH tanah yang sangat berpengaruh terhadap pertumbuhan bakteri tanah.


Berdasarkan tabel di atas, menjelaskan bahwa tanah di daerah Mesir atau yang digunakan penelitian termasuk jenis tanah lempung yang kaya akan unsur makroelemen N, P, dan K dengan pH tanah 7.6 termasuk basa. Sifat fisika dan kimia tanah yang diuji cobakan (table 1) ditetapkan menurut metode Jackson (1985).
Biji buncis ditaburkan pada 5 Maret dalam 2 musim. Sebelum penaburan, biji dilapisi dengan Rhizobium leguminosarum biovar “ARC301” dan dua strain bakteri lainnya dilapisi dengan lem Arab 40% dengan ketebalan setipis lapisan film yang biasa untuk melapisi. Penelitian ini disusun menggunakan rancangan acak dengan 3 kali ulangan, dimana 2 kultivar buncis diletakkan pada plot utama, dan 6 macam biofertilisasi secara acak diletakkan pada plot sub utama. Penelitian ini mencakup 12 perlakuan dengan berbagai kombinasi dari jenis buncis, strain bakteri dan pupuk NPK.
Strain bakteri Rhizobium leguminosarum biovar Phaseoli (ARC 301), Azotobacter chrococcum (AZ1) dan Bacillus megaterium var. phosphatecium (BM3) disediakan oleh Dept. Mikrobiologi; Institut Penelitian tanah, air dan lingkungan , ARC di Giza, Mesir. Menggunakan tiga media cair yang berbeda yaitu ekstrak manitol kapang pada Rhizobium (Vincent, 1970), media ashby yang dimodifikasi untuk Azotobacter (Hegazy dan Naimela, 1976) dan Bunt & Rovira untuk Bacillus megaterium (Bunt dan Rovira, 1955). Masing – masing bakteri ditumbuhkan pada medium yang sesuai dan diinkubasi pada 280C dalam 3 hari sampai fase log awal.
Kemudian langkah selanjutnya adalah persiapan media penanaman. Dengan komposisi verniculite disuplemen dengan 10% tanah gambut yang dimasukkan ke dalam plastic polyethilen (300 gram carrier per bungkus), kemudian dilapisi dengan suatu lapisan kemudian disterilisasi dengan penyinaran sinar gamma (5.08 x 108 rads).
Kemudian setelah media tanam steril, kultur bakteri diinjeksikan pada vermiculite steril untuk memenuhi 60% kapasitas air, jumlah inokulasi yang digunakan sebesar 300 gram inokulasi per feddan untuk masing-masing mikroorganisme (50% untuk inokulasi biji dan 15 hari setelah penanaman).
Inokulasi mikroba dilakukan 2 kali, yang pertama pada saat pelapisan biji dan setelah 15 hari penanaman. Setelah 15 hari tanam, maka tanaman buncis sudah terlihat tumbuh, saatnya peneliti memindahkan ke plot utama. Plot yang disediakan seluas 13m3, terdiri 5 baris (4m panjang dan 65 cm). Tanaman yang ditanam dari polyethylene, diambil beserta tanahnya kemudian ditanam ke tiap baris di plot tersebut sejumlah 3-5 tanaman. Sepuluh hari setelah penanaman, tanaman direnggangkan dengan cara menimbun 2 tanaman per baris tersebut sehingga hanya tersisa 3 tanaman saja per baris atau gundukan itu. Satu baris yang dikhususkan untuk sampel pertumbuhan vegetatif, dua baris digunakan untuk menghasilkan hasil basah, sedangkan sisanya dua baris digunakan untuk menentukan hasil kering. Sebuah baris kosong yang tersisa sebagai penjaga garis antara setiap dua petak.

Perlakuan kombinasi ini mengikuti :
1. Tanaman tanpa perlakuan
2. Tanaman dengan kadar NPK yang dianjurkan dan tanpa biofertilisasi
3. Tanaman yang diinokulasi Rhizobium leguminosarium biovar phaseoli “ARC301” (Rh)
4. Tanaman yang diinokulasi dengan Azotobacter chrococcum “AZ1”
5. Tanaman yang diinokulasi dengan Rhizobium Rh + Bacillus megaterium “BM3”
6. Tanaman yang diinokulasi dengan Rh+AZ1+BM3

Empat perlakuan terakhir yang diterima hanya 25% dari dosis NPK yang dianjurkan, sementara dua perlakuan lainnya yang dianggap sebagai kontrol.
Lima tanaman dari setiap plot diambil secara acak setelah 60 hari penanaman untuk menentukan panjang tanaman, berat basah dan kering serta jumlah cabang / tanaman, jumlah bintil akar dan berat kering. Konsentrasi klorofil daun tercatat (pada awal pembungaan) oleh A minolata klorofil-meter SPDAD-, model SPAD 502 (Yadava, 1986).
Selain bakteri juga terdapat, Actynomycetes dan jamur yang diperkirakan pada 2 musim dalam sampel tanah rhizosphere menurut Wollum (1982). Aktivitas nitrogen diukur sebagai pengujian reduksi acetylene (ARA) menurut metode yang dijelaskan oleh Hardy et al. (1973).
Polong dipanen pada tahap kematangan yang berwarna hijau di interval tiap 7 hari, kemudian dihitung dan ditimbang karakter berikut:
1. Berat dan jumlah polong per tanaman hijau diukur pada sepuluh tanaman yang diambil secara acak dari setiap plot selama setiap kali pemanenan.
2. Berat polong hijau dari pemanenan pertama dan kedua diambil dari setiap plot dicatat, maka produksi rata-rata polong hijau / makan, dihitung dan dianggap sebagai hasil awal per feddan.
3. Berat polong hijau diambil selama semua masa pemanenan polong hijau / makan, dihitung dan dianggap sebagai hasil total per feddan.
4. Pada akhir panen, polong kering dari dua baris yang dikhususkan untuk hasil kering dari setiap plot dikumpulkan setelah 100 hari sejak disemai, biji buncis lalu keringkan dipisahkan dan ditimbang untuk menentukan hasil kering per feddan.
5. Sepuluh polong hijau diambil secara acak pada panen ketiga dari setiap plot percobaan untuk mengukur berat rata-rata polong (g), panjang polong (cm) dan lebar polong (mm).

Seratus gram berat segar daun dan polong, yang diperoleh dari tiga pabrik diambil secara acak dari masing-masing plot eksperimental pada panen ketiga, yang oven-dikeringkan pada 70o C hingga berat konstan, sampel kering dibawa untuk diukur N, P dan K dalam daun dan polong serta bahan polong kering, protein, karbohidrat total dan serat kasar menurut (Huphries 1956; Taussky dan Shorr 1952; Lilliand 1964; Stewart 1989 dan metode AOAC 1980).
Analisis statistik data yang diperoleh dilakukan melalui analisis varians menurut Snedecor dan Cochran (1980). Sebagai perbandingan cara diantaranya, LSD pada 0,05 dihitung.



BAB II
PEMBAHASAN

Hasil dan Pembahasan
3.1 Pertumbuhan Vegetatif
3.2 Bintil Akar dan Fiksasi Nitrogen
Tabel 3. Efek dari inokulasi Rhiobium yang dikombinasikan dengan Azotobacter chroococcum dan Bacillus megaterium var phosphaticum pada bintil akar dan fiksasi N2 buncis selama tahun 2007 dan 2008.

Dapat kita lihat pada tabel 3, diketahui bahwa inokulasi Rhizobium menunjukkan peningkatan hasil pada jumlah dan berat kering dari bintil akar dan aktivitas fiksasi nitrogen jika dibandingkan dengan yang tanpa perlakuan inokulasi. Terlepas dari kultivar dan musim, inokulasi Rhizobium dan Azotobacter atau Bacillus megaterium var phosphaticum atau jika ketiga bakteri tersebut dikombinasikan bersama-sama, dapat meningkatkan bintil akar dan fiksasi nitrogen tanaman buncis. Pada umumnya, data yang tercatat pada musim kedua lebih tinggi dari pada musim pertama. Hasil ini selaras dengan yang diperoleh oleh Abdel Fattah dan Arisha (2000) dan Ravindar dan Chandra (2008), yang melaporkan bahwa, campuran inokulasi Rhizobium dan bakteri penambat N2 udara atau bakteri yang melarutkan fosfat meningkat bintil akar dan fiksasi N2 dari tanaman polongan.

3.3 Status Mikroba
Tabel 4. Efek dari inokulasi Rhizobium yang dikombinasi dengan Azotobacter chroococcum dan Bacillus megaterium var phosphaticum pada jumlah total bakteri, fungi dan actinomycetes buncis selama tahun 2007 dan 2008.

Dapat kita lihat pada tabel 4 bahwa perlakuan dengan dosis yang dianjurkan untuk pemakaian NPK memiliki efek negatif terhadap mikroorganisme rizosfir (RMO). Perlakuan tersebut mencetak angka yang terendah dari jumlah total bakteri, fungi dan actinomycetes jika dibandingkan dengan perlakuan inokulasi lainnya. Hal yang sama juga dapat kita lihat pada kedua musim, inokulasi dengan Rhizobium sendiri atau dicampur dengan Azotobacter atau Bacillus meganterium var phosphaticum memberikan jumlah yang lebih pada total bakteri, fungi dan actinomycetes jika dibandingkan dengan yang tidak diinokulasi. Terlepas dari kultivar dan musim, inokulasi ketiganya memberikan jumlah yang lebih dari RMO jika dibandingkan dengan yang lain. Hasil yang sama diperoleh pada kedua musim untuk kedua kultivar. Hasil ini sama dengan pendapat Mona Ragab (2006) dan Ashrafuzzaman (2009). Mereka melaporkan bahwa inokulasi dengan rhizobakteria pada pertumbuhan tanaman (Azotobacter, meganterium Bacillus, Rhizobium) dapat merangsang munculnya populasi mikroorganisme rizosfer (RMO) dan meningkatkan jumlah mereka lebih dari 50% pada akhir percobaan dibandingkan dengan jumlah sebelum penanaman.

3.4 Hasil dan Komponennya
Tabel 5. Efek dari stain bakteri pada hasil dan parameter kultivar buncis selama tahun 2007 dan 2008.

Data yang terlihat pada tabel 5 menunjukkan bahwa hasil polong per tanaman dari cv. Paulista lebih tinggi dari pada cv. Bronco, sedangkan untuk hasil atau parameter yang lainnya cv. Bronco lebih tinggi dari pada cv. Paulista. Sebagai contoh cv. Bronco melebihi cv. Paulista pada awal dan total hasil per feddan hijau. Hal yang sama juga, pada hasil kering per feddan menunjukkan kecenderungan yang sama.
Sebagaimana ditunjukkan dalam tabel 5 terdapat perbedaan antara inokulasi bakteri untuk semua sifat dari hasil dan komponennya. Tanaman yang diinokulasi dengan Rhizobium + B. megaterium + 25% NPK, menghasilkan nilai lebih tinggi pada hasil tanaman, awal dan total hasil per feddan serta hasil kering. Di sisi lain, Rhizobium + Azotobacter Chroococcum + Bacillus megaterium + 25% NPK berpengaruh meningkatkan hasil tanaman, sama baiknya dengan hasil kering dibandingkan dengan kontrol tanpa inokulasi dan hampir sama dengan perlakuan dengan 100% NPK. Selanjutnya interaksi antara cultivar dan inokulasi bakteri, dengan perlakuan Rhizobium + B. Megaterium + 25% NPK, diikuti dengan perlakuan Rhizobium + Azotobacter + Bacillus + 25% NPK untuk cv. Bronco menunjukkan peningkatan pada hasil tanaman, awal dan hasil total hijau sebanding dengan berat kering. Hal yang sama juga terdapat pada perlakuan NPK 100% atau Rhizobium + Azotobacter + 25% NPK menyebabkan hasil yang lebih pada hasil tanaman dan berat kering. Sementara itu, pada cv. Paulista, tanaman yang menerima perlakuan Rhizobium + Bacillus +25% NPK menghasilkan nilai tertinggi dari hasil tanaman dan hasil kering. Hal yang sama juga terjadi pada perlakuan Rhizobium + Azotobacter + Bacillus + 25% NPK diikuti dengan perlakuan 100% NPK (tanpa bakteri Rhizobium) dapat meningkatkan hasil kering dibandingkan dengan kontrol tanpa inokulasi.
Peningkatan hasil total dan berat kering mungkin disebabkan oleh efek yang menguntungkan inokulasi dari rhizobacterin. Kesimpulan serupa sebelumnya dilaporkan oleh Aryal (2003) yang menemukan bahwa secara umum kacang-kacangan dapat memenuhi kebutuhan nitrogen tanaman dengan simbiosis-fiksasi N2. Persentase N berasal dari atmosfer lapangan tumbuh dengan P. vugaris antara 38% dan 68%. Di sisi lain, mikanova (1995) dan Ismail (2002) mengungkapkan bahwa peningkatan hasil panen kacang dengan menggunakan inokulasi pelarut fosfat, dalam ketiadaan pupuk ke tingkat yang serupa diperoleh 45 kg P / ha saja. Hasil yang diperoleh berada dalam harmoni dengan yang dilaporkan oleh Abd El-Fattah dan Arisha (2000) dan Shehata et. al. (2007).

3.5. Karakter Polong Hijau


Sebagaimana ditunjukkan dalam tabel 6 cv Bronco. lebih tinggi daripada cv. Paulista pada karakter berat polong dan berat kering, karbohidrat dan kandungan serat pada kedua musim tersebut. Tidak ada perbedaan mencolok antara dua kultivar buncis pada panjang polong serta persentase protein.
Perbedaan signifikan terjadi antara inokulum bakteri untuk semua karakter dari polong buncis. Perlakuan Rhizobium + Bacillus megaterium +25% NPK, Rhizobium + NPK 25% Bacillus megaterium atau NPK 100% menyebabkan nilai tertinggi karakter polong buncis di kedua musim.
Dalam cv. Bronco, perlakuan dari Rhizobium + Bacillus megaterium +25% NPK, NPK 25%, Rhizobium + Azotobacter chroococcum + Bacillus megaterium dan NPK 100% meningkat secara signifikan pada bobot polong dan panjang tanaman dibandingkan dengan kontrol tanpa inokulasi.
Sementara itu, di cv. Paulista perlakuan dari Rh + BM3 25% menyebabkan berat polong dan panjang tertinggi. Tidak ada perbedaan yang luar biasa antara perlakuan pada kedua kultivar di karakter lebar polong. Selain itu, perlakuan dengan Rhizobium + Rhizobacterin +25% NPK berpengaruh nyata meningkatkan berat bahan kering polong, charbohydrates protein dan serat (melebihi atau kurang lebih sama dengan 100% NPK) di kedua kultivar dibandingkan dengan kontrol tanpa inokulasi.
Hasil ini telah dilaporkan oleh El-Sayed (1990) orang yang menemukan perbedaan secara umum antara beberapa kultivar buncis mengenai kadar gula, serat, dan kadar protein. Demikian pula, Singer et al. (1996) menyebutkan bahwa campuran tiga biofertilizers. Secara umum, memberikan pengaruh fisik tertinggi pada buncis, bahkan dengan tingkat yang berbeda dari aplikasi NPK. Selain itu, peneliti lain menunjukkan pengaruh positif dari Rhizobium dan Azospirillum dalam buncis (Singer et al 2000;. Shehata et al, 2007.).


3.6 Daun dan Kandungan Polong dari N, P dan K


Sebagaimana ditunjukkan dalam tabel 7 tanaman dari cv. Paulista lebih besar daripada cv. Bronco, pada kadar N dan K daun serta terdapat kandungan N, P dan K pada polong, sebaliknya, daunnya benar mengandung P.
Sementara itu, tidak ada perbedaan yang luar biasa antara dua kultivar buncis berdasarkan daun dan kandungan N, P dan K polong. Pada perlakuan rhizobacterin, perlakuan dari Rhizobium + NPK 25% Bacillus megaterium diikuti oleh Rhizobium + Azotobacter chroococcum + Bacillus megaterium +25% NPK meningkatkan secara signifikan kadar N dan K daun, sama halnya dengan kandungan polong N dan P dibandingkan dengan kontrol yang tidak diinokulasi.
Di sisi lain, tanaman diperlakukan dengan Rhizobium + Azotobacter chroococcum + Bacillus megaterium +25% NPK menghasilkan nilai tertinggi polong mengandung K dibandingkan dengan kontrol tanpa inokulasi atau perlakuan NPK 100%.
Mengenai interaksi, jelas bahwa dalam cv. Bronco tidak ada perbedaan nyata kadar N atau P pada daun, sedangkan perlakuan Rhizobium + Bacillus megaterium +25% NPK atau Rhizobium + Azotobacter chroococcum + Bacillus megaterium +25% kandungan NPK meningkatkan secara signifikan, polong mengandung N, P, dan K sama halnya dengan kandungan K pada daun.
Dalam cv. Paulista, tanaman diperlakukan dengan Rh + BM3 +25% NPK atau Rhizobium + Azotobacter chroococcum + Bacillus megaterium +25% NPK meningkatkan daun dan kandungan polong dari N, P dan K secara signifikan di kedua musim dibandingkan dengan kontrol yang tanpa inokulasi.
Hasil ini telah dilaporkan oleh Aryal et al. (2003) dan Shehata et al (2007) yang melaporkan bahwa inokulasi buncis dengan biakan - Azospirillum atau jamur mikoriza arbuskula (AMF) meningkatkan kandungan N pada daun dan komposisi kimia polong selain untuk meningkatkan serapan hara, efek positif dari inokulasi berakibat pada karakter hasil dan polong dapat dijelaskan oleh peningkatan percabangan akar dan pertumbuhan akar.
Efek-efek positif bagi pertumbuhan akar dikenal untuk meningkatkan efisiensi serapan mineral dan air, dan berdampak pada produksi protein dan aktivitas hormon di dalam tanaman yang diinokulasi.(Hamaoui et al 2001.). Selain itu, efek positif dari penyerapan fosfor oleh tanaman kacang-kacangan meningkat sebagai hasil dari inoculatin dengan okadine + rhizobacterin pada pertumbuhan vegetatif mungkin karena efek menguntungkan unsur P terhadap aktivasi fotosintesis dan proses metabolisme senyawa organik pada tanaman dan karenanya meningkatkan pertumbuhan tanaman (Gardener et al, 1985.). Juga, efek meningkatkan penyerapan nitrogen terhadap pertumbuhan tanaman mungkin disebabkan efek positif dari unsur N pada pengaktifan fotosintesis dan proses metabolisme senyawa organik dalam tanaman yang dapat mendorong pertumbuhan vegetatif tanaman, yang mengarahkan efek langsung terhadap hasil (El-Seifi et al., 2004).

KESIMPULAN

 Cv. Paulista lebih tinggi dibandingkan cv. Bronco pada pertumbuhan vegetatif dan nilai tertinggi adalah menggunakan inokulasi Rhizobium dikombinasikan dengan Bacillus megaterium.
 Inokulasi menggunakan Rhizobium + Azotobacter chroococcum + Bacillus megaterium memiliki nilai tertinggi untuk semua karakter pada nodulasi dan fiksasi nitrogen.
 Di kedua musim, inokulasi dengan campuran bakteri memberikan nilai lebih banyak pada jumlah bakteri, fungi dan aktinomycetes.
 Inokulasi dengan Rhizobium dikombinasikan dengan Bacillus megaterium memberikan nilai tertinggi untuk semua karakter pada parameter hasil.
 Inokulasi dengan Rhizobium dikombinasikan dengan Bacillus megaterium memberikan nilai tertinggi pada karakter polongan hijau di kedua musim.
 Perlakuan menggunakan Rhizobium + Bacillus megaterium meningkatkan pada kandungan N dan K daun sebanding dengan kandungan N dan P polongan, Rhizobium + Azotobacter chroococcum + Bacillus megaterium menghasilkan nilai tertinggi pada kandungan P daun di kedua musim dan perlakuan dengan Rhizobium + Bacillus megaterium memberikan nilai tertinggi pada kandungan K polongan.

Edible vaksin yang berasal dari buah: cara alami untuk vaksinasi

Edible vaksin yang berasal dari buah: cara alami untuk vaksinasi

Abstrak: vaksin adalah persiapan biologis yang digunakan untuk membuat atau meningkatkan kekebalan terhadap penyakit tertentu. Vaksin-vaksin tradisional umumnya digunakan untuk persiapan mikrosoma yang dapat berbahaya dan tidak dapat ditoleransi oleh bayi kecil untuk divaksinasi. Untuk mengatasi masalah seperti itu. Fruit Drug Delivery System diperkenalkan, dimana vaksinasi dilakukan dengan buah yang disintesis bahan antigenik yang menyediakan imunisasi oleh pasien yang divaksinasi. Sistem ini memiliki keuntungan yang sangat banyak daripada vaksin tradisional yaitu sebagai buah yang enak, cara alami vaksinasi. Ini adalah juga disebut sebagai vaksin subunit. Biasanya untuk membuat vaksin subunit, gen untuk salah satu protein digunakan untuk salah satu agen menular, seperti bakteri & virus, diproduksi di sistem lain. Tanaman tersebut menunjukkan sintesis dari protein di dalam buah. Protein yang ditargetkan untuk digunakan dalam vaksin subunit adalah antigen, yang dapat dianggap sebagai struktur molekuler patogen. Dalam virus, antigen biasanya protein yang muncul di permukaan virus & dikenal dengan baik oleh sistem kekebalan tubuh. Jika manusia terkena antigen, mereka mengenalinya sebagai molekul asing & mengembangkan respon kekebalan terhadap itu, jika terkena pada bakteri atau virus yang nyata; sistem mereka dapat menjaga pengaruh yang efektif & protektif. Buah dapat dimakan sangat efektif sebagai sarana pendistribusian untuk mendorong imunisasi secara oral, adjuvant untuk respon kekebalan tubuh tidak perlu, keselamatan yang sangat baik dan kelayakan ekonomi oral dibandingkan dengan injeksi adalah beberapa keunggulan dibandingkan dengan vaksin ampuh tradisional.
Kata kunci: Buah, Vaksinasi, tanaman transgenik, edible vaksin, Antigen ekspresi.

1. Pendahuluan
Sebuah vaksin adalah persiapan biologis yang meningkatkan kekebalan terhadap penyakit tertentu. Vaksin biasanya berisi agen yang menyerupai mikroorganisme penyebab penyakit, dan sering dibuat dengan melemahkan atau mikroba yang dimatikan. Agen merangsang sistem kekebalan tubuh yang dapat mengenali agen asing, menghancurkannya, dan "mengingatnya", sehingga sistem kekebalan tubuh dapat lebih mudah mengenali dan menghancurkan salah satu mikroorganisme yang nanti ketika ada bertemu. Vaksinasi adalah pemberian dari bahan antigenik (vaksin) untuk menghasilkan imunitas terhadap suatu penyakit. Vaksin dapat mencegah atau memperbaiki dampak dari infeksi oleh patogen.
Salah satu dari strategi-strategi baru yang paling menjanjikan untuk produksi dan pemberian secara oral vaksin antigen adalah tanaman edible transgenik dengan menggunakan metode biologi molekular, genetik tanaman dapat dengan mudah
memperkenalkan gen dari bunga menjadi tanaman dimana mereka diekspresikan secara stabil dalam jaringan tanaman, termasuk bagian yang dimakan. Gen menyandi putatively pelindung vaksin antigen dari virus, bakteri, dan parasit
patogen yang menyebabkan penyakit pada manusia dan hewan.Vaksin dapat disampaikan oleh konsumsi dari dimakan bagian dari tanaman transgenik, atau hasil tinggi produksi protein murni untuk oral.Gunakan tanaman transgenik dapat digunakan sebagai bioreaktor untuk produksi skala besar, tinggi menghasilkan protein murni untuk lisan.Dalam biologi, di sisi lain, buah adalah bagian dari
berbunga tanaman yang berasal dari jaringan tertentu dari bunga, terutama sebuah ovary.Transgenic tanaman tunggal menyajikan sebuah sistem baru untuk produksi dan lisan pengiriman vaksin antigen. Produksi protein antigen dalam tanaman pangan secara substansial lebih murah daripada produksi bakteri, sel jamur, serangga, ataukultur sel mamalia. Edible tanaman sendiri bisa juga berfungsi sebagai system.In pengiriman vaksin oral luas syarat, buah adalah struktur dari pabrik yang berisi perusahaan
seeds1.

2. Keuntungan buah berasal vaksin:
1. Kemudahan administrasi.
2. Hilangkan kekhawatiran tentang transmisi manusia
dan hewan patogen oleh vaksin.
3. Mengurangi kebutuhan untuk tenaga medis terlatih untuk
mengelola vaksin.
4. Hapus kebutuhan untuk jarum suntik.
5.Convenience dan keamanan dalam menyimpan dan pengangkutan
vaksin.
6. Pengiriman beberapa antigen.
7. Kemungkinan produksi vaksin dengan biaya rendah.
8. Adjuvant untuk respon kekebalan tubuh tidak perlu.
9. Excellent keselamatan dan kelayakan ekonomi dari lisan
administrasi dibandingkan dengan injeksi.
10. Mudah untuk pemisahan dan pemurnian vaksin
dari bahan tanaman.
11. Enhanced kepatuhan. (Terutama pada anak-anak)
12. Panas yang stabil, menghilangkan kebutuhan untuk refrigeration2.

3.Procedure untuk pengembangan buah berasal
vaksin:
DNA asing dapat transiently dinyatakan oleh infeksi tanaman rentan dengan rekombinan pengkodean virus DNA asing. Gen-gen asing dapat dinyatakan secara stabil dengan mengintegrasikan DNA asing ke
genom nuklir tanaman atau ke dalam lingkaran genom kloroplas hadir dalam beberapa salinan. Kloroplas proses scan protein eukariotik, dengan benar lipat dan pembentukan jembatan disulfida. Teknik molekuler yang digunakan untuk membangun pabrik yang diturunkan dari vaccines3.

4. Contoh buah vaksin berasal:
1. Vaksin-vaksin prototipe pertama yang diturunkan dari tanaman yang dikembangkan dalam tembakau karena kemudahan transformasi dan regenerasi tanaman ini.
2. Sebuah vaksin transgenik kentang
Hal ini direkayasa untuk mengekspresikan kolera toksin subunit B (CT-B), analog dengan LTB erat terkait, yang disebabkan baik serum, dan antibodi anti-CT-B usus setelah diberi makan pada tikus dalam empat dosis. Antibodi ini menetralisir efek cytopathic CT pada sel Vero. Ketika ditantang dengan injeksi intra-ileum dari CT, yang tikus diimunisasi mengalami penurunan 60% dalam cairan diare akumulasi dibandingkan dengan tikus kontrol potatoes4 makan.

3. Demam tipus vaksin dari polisakarida buah
4. Tanaman pangan yang diturunkan dari vaksin untuk melawan hepatitis B
virus.
Virus hepatitis B menular merupakan 42 nm bulat double-dikupas partikel. Namun, analisis darah dari carrier virus hepatitis B mengungkapkan kehadiran partikel yang lebih kecil 22 nm yang terdiri dari virus envelope protein permukaan. Partikel ini
sangat imunogenik dan telah digunakan dalam desain vaksin virus hepatitis B yang dihasilkan dalam ragi. Atas ekspresi dalam ragi, ini diproduksi di ragi. Atas
ekspresi dalam ragi, protein ini membentuk mirip virus partikel yang digunakan untuk imunisasi parenteral. Oleh karena itu, fragmen DNA encoding hepatitis B
antigen permukaan virus diperkenalkan ke LBA4404 tumerifacience Agrobacterium dan digunakan untuk memperoleh transgenik lupin (luteus Lupinus L.) dan daun selada (Lactuca sativa L.) cv. Burpee Bibb mengekspresikan amplop protein permukaan. Tikus yang makan lupin jaringan transgenik dikembangkan tingkat signifikan hepatitis B virus antibodi spesifik. Manusia relawan, makan dengan tanaman selada transgenik mengekspresikan surfaceantigen virus hepatitis B, yang dikembangkan IgG spesifik serum-respon terhadap tanaman yang dihasilkan protein.

5. Tanaman yang berasal dari vaksin terhadap penyakit diare.
5.1. ETEC.
Pabrik yang diturunkan pertama vaksin ETEC didasarkan pada sangat panas enterotoksin labil imunogenik (LT) E. coli. toksin ini terdiri dari sebuah enzimatis aktif-A subunit dengan aktivitas transferase ADP ribosyl terkait dengan lima subunit mengikat imunogenik, ditunjuk LT-B. LT-B mengikat ke ganglioside GM1 hadir pada permukaan sel epitel. Antibodi untuk LTB disebabkan oleh vaksin dapat mengganggu pengikatan toksin untuk target sehingga melindungi terhadap diare, dan pada kenyataannya, respon kebal terhadap LT-B menawarkan jangka pendek perlindungan terhadap infeksi dengan Ltproducing E.coli5.
5.2 kentang transgenik mengekspresikan LT-B
Haq et al. ditransfer pengkodean gen LT-B melalui A. fumefaciens menjadi tanaman tembakau dan kentang dan diberi makan ini daun tembakau dan kentang untuk tikus. The plantderived LT-B dirakit menjadi struktur pentameric dan terikat untuk ganglioside, seperti bakteri yang diturunkan dari LT-B. Tikus yang banyak dikonsumsi 5 g-dosis ini kentang dikembangkan IgG serum dan mukosa IgA anti-
LT-B, tanggapan yang sama dengan hewan diimunisasi dengan dosis 20 _g dari dimurnikan LT-B disajikan dalam bakteri. Dalam studi berikutnya, tikus makan
tiga mingguan dosis 5 g jaringan umbi mengandung baik 20 atau 50_g dari LT-B, memiliki tingkat lebih tinggi serum dan mukosa anti-LT-B gavaged dibandingkan dengan 5 _g dari [LT-B bakteri. tikus Divaksinasi ditantang dengan 25 _g dari LT sepenuhnya toxinogenic untuk menilai vaksin kemanjuran. Meskipun tidak ada tikus divaksinasi adalah sepenuhnya dilindungi, vaksin yang diturunkan dari kentang memberikan pengurangan yang signifikan dalam sekresi usus. Mencit kontrol diberi makan kentang non-berubah, dikembangkan tidak ada antibodi, dan tidak ada pengurangan sekresi dalam paten assay6 mouse.

==Ncuz==
5.3. Jagung transgenik mengekspresikan LT-B
jagung transgenik murah untuk menghasilkan dan dapat ditingkatkan cepat, dengan jagung generasi umur 3-4 bulan. Protein jagung yang dapat mengekspresikan pada tingkat tertinggi sampai 10 mg / g sel kuman jagung, dan ekspresi protein sangat mirip dengan sumber asli protein. Antigen diekspresikan dalam jagung transgenik adalah stabil, dan produk dari kloning gen dapat berkonsentrasi tinggi dan homogen dalam kuman jagung. Streatfield et al. mengembangkan prototipe transgenik jagung mengandung pengkodean gen LT-B.
Vaksin jagung transgenik diformulasikan sebagai tepung jagung rendah lemak, disiapkan oleh standar komersial pengolahan teknik, dengan seragam ukuran partikel dan campuran homogen dari LT-B di dalam vaksin. Dalam studi praklinis pada tikus, tepung jagung transgenik merangsang respon serum IgG dan respon IgA fecal. Tikus memakan LT-B jagung, namun bukan jagung kontrol, yang dilindungi dari LT menginduksi sekresi usus. Perlindungan ditimbulkan oleh jagung LT-B adalah serupa dengan yang ditimbulkan oleh jumlah setara dari pemurnian bakteri 1LT-B.

6. Edible vaksin malaria yang menghasilkan buah
Dalam kasus malaria, Wang et al. telah menunjukkan bahwa imunisasi oral tikus dengan rekombinan merozoit protein permukaan (MSP) 4, MSP 4 / 5 dan MSP1, dikelola bersama dengan toksin kolera Nsubunit B (CTB) sebagai adjuvant mukosa, menyebabkan respon antibodi efektif terhadap parasit darah (blood-stage). Untuk
studi tersebut, bagaimanapun, protein diekspresikan dalam E. coli dan perlindungan hanya jelas ketika dosis tinggi antigen diberikan. Apakah pemberian secara oral dari vaksin malaria yang dihasilkan dari tanaman akan mendorong secara signifikan
respon kekebalan pada manusia hal ini tidak pasti. Telah disarankan bahwa tingkat ekspresi antigen dalam tanaman begitu rendah bahwa kuantitas bahan tanaman tidak realistis harus dikonsumsi untuk mencapai arti sesungguhnya dari imunitas.

5.Kesimpulan:
Memanipulasi tanaman pangan biasa menjadi berguna untuk produk farmasi adalah memiliki nilai ekstensi jauh dari obat-obatan kimia tradisional. Praklinis dan studi klinis terdahulu mempelajari vaksin hasil prototipe tanaman telah membuktikan sebuah prinsip bahwa antigen disampaikan dalam tanaman transgenik dapat merangsang respon kekebalan tubuh pada orang dewasa yang sehat tanpa menggunakan buffer atau mukosa adjuvant.

MOTILITAS SPERMATOZOA MENCIT

MOTILITAS SPERMATOZOA MENCIT

Tujuan :
Mengetahui pengaruh tingkat stres (cahaya) terhadap kecepatan motilitas spermatozoa mencit.

Bahan dan Alat :
- Epididimis mencit (bagian cauda) kontrol maupun yang sudah diberi perlakuan.
- Garam fisiologis
- Cawan petri
- Gelas obyek
- Hand counter
- Gunting dan pinset
- Mikroskop + micrometer (obyektif dan okuler)

Dasar Teori
Spermatogenesis adalah rangkaian peristiwa sitologi yang bertujuan menghasilkan spermatozoa masak dari spermatogonia. Pada mamalia jantan, spermatogenesis berlangsung di dalam tubulus seminiferus testis. Tiga tahap utama yang terjadi dalam spermatogenesis adalah :
1. perbanyakan spermatogonia melalui mitosis (spermatositogenesis)
2. reduksi jumlah kromosom melalui meiosis
3. transformasi sel menjadi spermatozoa yang berstruktur komplek melalui serangkaian perubahan tanpa disertai perubahan sel (spermiogenesis).
Spermatositogenesis merupakan tahap perbanyakan spermatogonia dengan spermatogonia asal mengalami proliferasi menjadi spermatogonium. Spermatogonium akan mengalami pertumbuhan menjadi spermatosit primer. Spermatosit primer yang kemudian mengalami meiosi II membentuk spermatid haploid. Selanjutnya spermatid hapolid mengalami perkembangan lebih lanjut tanpa mengalami perubahan sel (spermiogenesis) menjadi spermatozoa (Hafez, 2000; Weinbauer dan Neischlag, 1993; Guyton dan Hall, 1996).
Spermatogenesis memiliki 3 fase yaitu inisiasi, pemeliharaan dan reinisiasi (Weinbauer dan Neischlag, 1993). Pengendalian aktivitas spermatogenesis pada mamalia melibatkan interaksi hormonal antara hipotalamus hipofisis anterior, sel Leydig, dan sel Sertoli (Ganong, 2003). GnRH bekerja pada hipofisis anterior, memicu sekresi FSH dan LH. FSH bekerja pada sel Sertoli dan bersama-sama androgen memelihara fungsi testis. Inhibin yang dihasilkan oleh sel Sertoli di bawah pengaruh FSH memberikan umpan balik negatif terhadap hipofisis dengan menghambat sekresi FSH (Ganong, 2003). Aktivin memberikan efek positif bagi hipofisis sehingga terajadi peningkatan sekresi FSH. LH bekerja pada sel Leydug yaitu merangsang sekresi testosteron yang akan berpengaruh pada spermatogenesis. Kadar testosteron yang tinggi menyebabkan efek negatif terhadap hipotalamus sehingga menurunkan sekresi LH serta menghambat hipofisis mensekresikan LH sehingga menurunkan kadar testosteron (Weinbauer dan Neischlag, 1993; Turner dan Bagnara, 1988).
Sel Sertoli membentuk lapisan pertahanan yang berupa kapiler-kapiler yang megelilingi tubulus seminiferus untuk mencegah penetrasi dari molekul protein yang mungkin menggangu perkembangan lebih lanjut dari spermatogenesis (Guyton dan Hall, 1996). Sel Sertoli yang berdekatan dihubungkan oleh tight junction yang membentuk blood- testis barrier. Sel Sertoli berfungsi sebagai membran sel, menghasilkan cairan tubulus seminiferus, protein, peptida, protease, steroid, untuk mengontrol proses proliferasi, diferensiasi, dan metabolisme, serta sebagai komponen matrik ekstra seluler,dan sebagai penghasil Androgen Binding Protein (ABP) yang menjaga konsentrasi testosteron tetap tinggi (Jegou dan Sharpe, 1993). Cairan tubulus seminiferus membantu untuk transporatasi spermatozoa ke epididimis (Jegou dan Sharpe, 1993).
Testis merupakan gonad jantan yang berjumlah sepasang dan terletak dalam skrotum, berbentuk bulat lonjong dengan terbungkus kapsul yang terdiri dari dua lapisan yaitu :
(1) tunika vaginalis di sebelah luar yang membentuk kantung testis dan terdiri dari selapis sel
(2) tunika albuginea di sebelah dalam yang terdiri dari jaringan ikat renggang yang mengandung jalinan pembuluh darah (Rugh, 1967; dan Yatim, 1994).

Testis berkembang di dekat ginjal yaitu daerah krista genetalis primitf (Nalbandov, 1990). Testis tersusun dari tubulus seminiferus yang bergelung dengan dindingnya merupakan tempat pembentukan spermatozoa dari sel-sel germinativum primitif. Kapsul di bagian belakang menebal yang disebut mediastinum testis (Ganong, 2003).
Testis berfungsi sebagai tempat berlangsungnya gametogenesis, yaitu proses terbentuknya sel gamet jantan atau spermatogenesis. Selain itu juga berfungsi sebagai tempat berlangsungnya steridogenesis yaitu proses sintesis hormon steroid (androgen) (Van Tienhoven, 1983; Turner dan Bagnara, 1988).

Cara Kerja :
Perlakuan mencit
- Menyiapkan 5 ekor mencit
- 1 ekor mencit tidak diberi perlakuan (kontrol)
- 2 ekor mencit diberi 1 lampu pada kandangnya (dalam kardus)
- 2 ekor mencit yang lain diberi 2 lampu pada kandangnya (dalam kardus)
- Selama kurang lebih 1 bulan pemberian perlakuan mencit dibedah diambil epedidimis bagian caudanya.
Pengambilan epididimis
- Tikus/ Mencit dibunuh dan dipotong bagian ventralnya untuk diambil bagian cauda epididimisnya
- Epididimis dimasukkan ke dalam larutan fisiologis (2 ml) dan dipotong-potong halus sehingga berbentuk sehingga berbentuk suspensi
- Untuk pengamatan motilitas :
 Cairan suspensi epididimis diteteskan pada gelas obyek cekung (1-2 tetes) --- dilihat di mikroskop --- diamati jarak gerakan spermatozoa (μm) setiap detik dan arah/keadaan gerak spermatozoa (sebaliknya dilakukan oleh 2 orang mahasiswa untuk setiap pengamatan motilitas )





Hasil Pengamatan
Berdasarkan percobaan yang kami lakukan didapatkan hasil sebagai berikut :
1. Motilitas spermatozoa pada kelompok kontrol (μm / s)
Kelompok Pengulangan X
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
1 35,51 49,8 17,12 4,9 6,67 19,48 22,32 22,73 17,86 19,23 21,56
2 60 45 30 70 40 30 30 30 40 60 43,5
3 25 26 28 30 30 28 35 28 32 19 28,1
4 10 15 50 30 30 25 50 45 50 50 35,5
Rata - rata 32,17

2. Motilitas spermatozoa pada kelompok perlakuan dengan lampu 1
Kelompok Pengulangan X
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
5 35 13 17 20 55 45 25 46 50 15 32,1
6 41 50 41 98 65 40 52 53 47 52 53,9
7 50 39 34 38 40 37 45 47 33 48 41,1
8 30 20 50 50 55 20 30 35 20 35 34,5
9 50 62,5 12,5 17,5 50 37,5 55 57,5 60 20 42,25
10 13 4 27 30 50 45 20 30 14 29 26,2
11 35 17 55 27 56 32 55 20 23 13 33,3
12 32 30 22 70 30 52 36 21 27 42 36,2
Rata - rata 37,44

3. Motilitas spermatozoa pada kelompok perlakuan dengan lampu 2
Kelompok Pengulangan X
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
5 20 30 35 20 25 15 20 15 30 35 24,5
6 27 31 21 25 45 92 25 30 25 17 33,8
7 30 40 45 20 35 25 30 30 25 30 31
8 22 34 10 50 40 30 20 20 25 35 28,6
9 21 11,1 16 18,5 20,5 19 18,5 25 18,5 25 19,31
10 10 5 10 14 5 5 5 10 5 50 11,9
11 24 8 7 50 17 55 30 19 23 31 26,4
12 30 50 30 30 10 20 10 10 20 13 22,3
Rata - rata 24,73

Uji pengamatan :
Pada percobaan ini kami menguji dengan menggunakan uji Anova. Hasil tersebut adalah sebagai berikut :
Hipotesis
Ho : Tidak ada beda signifikan antara kecepatan motilitas spermatozoa pada kelompok kontrol dengan kelompok perlakuan (perlakuan 1 dan perlakuan 2).
H1 : Ada beda signifikan antara kecepatan motilitas spermatozoa pada kelompok kontrol dengan kelompok perlakuan (perlakuan 1 dan perlakuan 2).

ANOVA
VAR00001
Sum of Squares df Mean Square F Sig.
Between Groups 650.672 2 325.336 5.039 .019
Within Groups 1097.518 17 64.560
Total 1748.190 19

Ket : α = 0.05
Jika p-value < α maka tolak Ho
Jika p-value > α maka terima Ho
Dari hasil analisis data dengan menggunakan ANOVA didapatkan p-value < α , maka :
Keputusan : tolak Ho
Kesimpulan : ada beda signifikan antara kecepatan motilitas spermatozoa pada kelompok kontrol dengan kelompok perlakuan (perlakuan 1 dan perlakuan 2).



Pembahasan
Pengamatan motilitas spermatozoa mencit dilakukan dengan mengamati sperma yang baru diambil dari epididimis yang kemudian diletakkan pada gelas obyek cekung kemudian kita tambahkan larutan fisiologis. Hal ini dimaksudkan agar spermatozoa mencit tetap berada dalam kondisi lembab ( tidak kering ). Setelah itu dilakukan dipotong-potong halus sehingga berbentuk sehingga berbentuk suspensi. Untuk menghitung kecepatan spermatozoa menggunakan mikroskop yang telah dilengkapi dengan mikrometer. Sebelum digunakan, dilakukan pengkalibrasian pada mikroskop.
Pada spermatozoa yang normal cenderung melakukan gerak dalam garis lurus. Kecepatan gerak spermatozoa ini juga dipengaruhi oleh morfologinya. Ekor yang terlalu pendek dan bercabang dapat menghambat kecepatan gerak spermatozoa. Penghitungan kecepatan motilitas spermatozoa dilakukan pengulangan 10 kali dari masing-masing mencit hal ini bertujuan untuk mengurangi bias kesalahan dalam pengamatan.
Dari hasil perhitungan didapatkan bahwa kecepatan gerak spermatozoa terdapat perbedaan antara kelompok kontrol dan kelompok perlakuan yaitu :
- Rata-rata pada kelompok kontrol = 32,17 μm / s = 1,93 mm/mnt
- Rata-rata pada kelompok perlakuan 1 (1 lampu) = 37,44 μm / s = 2,25 mm/mnt
- Rata-rata pada kelompok perlakuan 2 (2 lampu) = 24,73 μm / s = 1,48 mm/mnt
Pada kelompok perlakuan dengan menggunakan 1 lampu gerak spermatozoa lebih cepat jika dibandingkan dengan kelompok kontrol. Sedangkan pada kelompok perlakuan dengan menggunakan 2 lampu, gerak spermatozoa lebih lambat jika dibandingkan dengan kelompok kontrol. Hal ini mungkin disebabkan karena mencit pada kelompok pelakuan mengalami stress sehingga berpengaruh terhadap kualitas spermatozoa khususnya gerak spermatozoa. Pada perlakuan dengan menggunakan 1 lampu tingkat stres mencit lebih rendah bila dibandingkan dengan 2 lampu sehingga pada perlakuan 1 (1 lampu) merupakan kondisi optimum untuk motilitas spermatozoa mencit hal ini dapat kita lihat dari bertambahnya kecepatan motilitas spermatozoa mencit dari mencit pada kelompok kontrol. Apabila kita naikkan tingkat stresnya dalam hal ini intensitas cahanya maka kecepatan motilitas spermatozoa akan menurun bahkan lebih rendah dari kelompok kontrol. Sehingga dapat kita simpulkan bahwa stress dapat mempengaruhi gerak spermatozoa.
Pada literatur dikatakan bahwa kecepatan motilitas spermatozoa pada mencit normal adalah sebesar 1 – 4 mm / menit. Dari data perhitungan kelompok kami didapatkan kecepatan motilitas spermatozoa baik dari kelompok kontrol maupun perlakuan masih dalam kisaran normal. Dari sini, dapat disimpulkan bahwa motilitas spermatozoa masih dalam taraf normal.

Kesimpulan
- Tingkat stres mempengaruhi kecepatan motilitas spermatozoa mencit.
- Jika tingkat stres rendah dapat memacu kecepatan motilitas spermatozoa mencit.
Jika tingkat stres dinaikkan maka dapat menghambat kecepatan motilitas spermatozoa mencit.
- Kecepatan rata – rata spermatozoa mencit pada :
kelompok kontrol = 32,17 μm / s = 1,93 mm/mnt
kelompok pelakuan dengan 1 lampu = 37,44 μm / s = 2,25 mm/mnt
kelompok perlakuan dengan 2 lampu = 24,73 μm / s = 1,48 mm/mnt

















Daftar Pustaka

Campbell, et al . 2003, Biologi, edisi kelima , jilid 2., Jakarta : Erlangga
Gandasoebrata, R., 1984 , Penuntun Laboratorium Klinik , Jakarta : Penerbit Dian Rakyat
Ganong, W. F., 2003, Fisiologi kedokteran, penerbit Buku Kedokteran EGC . Jakarta
Guyton, Arthur., 1995 , Fisiologi Manusia dan Mekanisme Penyakit , Jakarta : EGC
Nal Bandov , A.V., 1990 , Fisiologi Reproduksi Pada Mamalia dan Unggas , Jakarta : UI Press
Yatim , D.Wildan., 1994 , Reproduksi dan Embryologi , Bandung : TARSITO

PERBEDAAN FUNGSI ESENSIAL UNTUK Cdc42 DAN rac1 DALAM PENGATURAN SEL SCHWAN SELAMA PERKEMBANGAN PNS (PERIPHERAL NERVOUS SYSTEM)

PERBEDAAN FUNGSI ESENSIAL UNTUK Cdc42 DAN rac1 DALAM PENGATURAN SEL SCHWAN SELAMA PERKEMBANGAN PNS (PERIPHERAL NERVOUS SYSTEM)

Abstrak
Perkembangan PNS melalui proses mielinisasi. Mielinisasi mampu mempercepat potensial aksi sepanjang axon, dalam hal ini merupakan syarat mutlak sebagai fungsi normal dari sistem saraf. Dalam perkembangannya PNS ini berasal dari neural crest yang akan tumbuh membentuk selubung axon. Sel-sel ini akan berproliferasi dan berdeferensiasi menjadi sel schwan yang immature (belum matang). Sel-sel ini akan memperluas pembentukan sitoplasma menjadi selubung-selubung axon yang kemudian memisah dan membentuk individu-individu axon, proses ini dinamakan “radial sorting”. Selama proses berlangsung benang-benang saraf (axon) yang berukuran besar akan termielinisasi, sedangkan benang-benang saraf yang kecil (sisanya) akan diikat oleh sel schwan yang tidak termielinisasi.
Selama proses mielinisasi PNS, sel schwan harus mampu mengartikan sinyal-sinyal dari extracellular sehingga ia dapat mengatur perkembangan intrinsic secara benar. Untuk itu diperlukan suatu faktor-faktor pertumbuhan dan protein essensial yang biasanya didapat dari golongan “Rho”. Anggota dari golongan Rho yang memiliki karakteristik terbaik adalah Cdc 42, rac1, GTPase, dan Rho A. Mereka terkenal sebagai penghubung stimuli extracel dalam pengaturan cytoskeleton actin. Cdc 42 dibutuhkan dalam proliferasi sel schwan secara normal, pengaturan rac1 untuk proses perluasan dan stabilisasi sel schwan sepanjang pembentukan “radial sorting” secara efisien dari selubung axon. Sebagai tambahannya Rho GTPase diekspresikan oleh sel schwan dan berfungsi untuk mengontrol dinamika mikrotubulus, polaritas sel, lalu lintas membran, dan transkripsi gen.
Dalam penelitian ini kita mempelajari fungsi sinyal Cdc42 dan rac1 dalam perkembangan PNS dengan menggunakan jaringan spesifik kondisional pelepasan gen secara spesifik yang berasal dari sel schwan. Pelepasan Cdc 42 maupun rac1 akan melemahkan radial sorting dari axon, namun mereka akan bekerja secara terpisah selama proses perkembangan sel schwan berlangsung. Lebih jauh lagi dapat kita ketahui bahwa aktivasi cdc42 dapat diinduksi oleh neuregulin-1 (NRG1), sedangkan rac1 akan diaktivasi oleh  1 integrin.

Bahan dan Cara Kerja
– Kondisi tikus
Untuk mendapatkan mutan Cdc42 dan rac1 maka kami menyilangkan tikus homozygot untuk alel Cdc42 dengan tikus heterozygot untuk alel Cdc42. Untuk generasi dari CNP-Cre  1 integrin mutan dan tikus kontrol telah tersedia.

– EM
Tikus terlebih dahulu telah dianastesi dengan pentobarbital. kemudian disiram dengan 0,1 buffer phospate, pH 7,4 kemudian diikuti oleh buffer yang terdiri dari 3% glutaraldehyde dan 4% PFA. Fiksasi jaringan dengan akhir fiksasi di dalam 2% osmium tetroxide kemudian didehidrasi dan ditanam dalam resin spurrs. Untuk irisan semi tipis diwarnai dengan toluidin biru untuk analisis pada mikroskop cahaya. Dan untuk irisan ultra tipis telah diwarnai dengan 3% uranyl acetate dan 1% citrat sebelum diobservasi di mikroskop elektron transmisi.

– Immunofluorescence, pewarnaan TUNEL, dan pewarnaan X-gal
Setelah difiksasi dengan 4% PFA, irisan saraf sciatic telah diblok selama 1jam dengan serum kambing dan 0,1%triton X-100 di PBS. kemudian diinkubasi dengan antibody primer yang telah terbentuk semalaman pada suhu 4oC. Pada hari berikutnya irisan jaringan telah dicuci dalam PBS dan diinkubasi dengan antibody sekunder selama 1jam dalam ruangan yang bersuhu tetap. kultur SC tikus telah difiksasi dengan 4% PFA dalam buffer MP selam 10 menit. Sel-sel telah dipemeabilitaskan terhadap 0,2% triton X-100 dibuffer MP selama 5 menit. Apoptosis kematian sel telah telah dianalisis dengan pewarnaan TUNEL menggunakan biotin labeled UTP dan FITC. Sel-sel dan irisan jaringan telah divisualisasi dengan menggunakan mikroskop fluorescence.



– Kultur sel primer
Sel schwan tikus telah diisolasi dari tikus Wistar dan ditumbuhkan di medium SC, yang terdiri dari 10% FCS, 50 g/ml gentamicin, 100 g/ml GGF kasar, dan 2 M forskolin. Jaringan saraf sciatic telah dihomogenasi dengan mortar dingin dalam buffer pelisis. Ekstrak yang diperoleh diproses dengan menggunakan prosedur SDS-PAGE standart.

– Analisis statistik
Data dianalisis dengan menggunakan rata-rata SD menggunakan t test. Kebenaran diatur pada P < 0.05 ; **, P < 0.01 ; *** , P < 0.001. di mana n mewakili jumlah dari masing-masing eksperimen.

Hasil dan Pembahasan
Penggunaan jaringa spesifik kondisional pemisahan gen kita tunjukkan dengan fungsi penting dari Rho GTPase kesil Cdc42 dan rac1 selama mielinisasi PNS. Cdc 42 dibutuhkan untuk proliferasi SC pada permulaan dari radial sorting, dimana rac1 juga diperlukan untuk proses perluasan dan stabilisasi SC selama proses radial sorting dari selubung-selubung axon. Dari hasil pengamatan kami dapatkan bahwa meskipun aktivitas rac1 spesifik tegantung pada 1 integrin, dan Cdc 42 diaktifkan oleh NRG1 hal ini mendukung bahwa aktfitas dari kedua GTPase ini dalam sel-sel schwan adalah teratur.












Gambar disamping menunjukkan bahwa meskipun Cdc42 dan rac1 bekerja sendiri-sendiri tetapi mereka mempunyai fungsi penting selama perkembangan SC. Meskipun rac1 dapat diaktivasi oleh sinyal 1 integrin dan berfungsi dalam proses perluasan dan stabilisasi SC, Cdc 42 diaktivasi oleh NRG1 dan sangat diperlukan untuk proliferasi SC. Meskipun begitu keduanya sangat penting untuk efisiensi proses radial sorting dari selubung axon.



Kehilangan rac1 di sel-sel schwan dapat menyebabkan hypomielinasi di postnatal saraf sciatic dari tikus mutan hal ini ditandai dengan kerasnya selubung axon selama proses perkembangan. Seperti halnya juga kekurangan radial sorting dapat digambarkan pada laminin tikus mutan. Laminin-2 merupakan bentuk laminin terbanyak yang ada dalam PNS.
Integrin merupakan reseptor yang paling penting untuk protein ECM, termasuk laminin. Di dalam rac1 saraf mutan, terdapat bebepara keabnormalitasan dari proses perluasan dan stabilisasi SC diantaranya adalah : (1) ketidakmampuan dari SC yang masih immature untuk menyelubungi bungkusan-bungkusan axon, (2) Banyaknya formasi yang abnormal dari tonjolan-tonjolan sitoplasma yang meluas tak terarah dari permukaan SC-axon pada tahap promielinisasi.





Kesimpulan
– Cdc42 dan rac1 mempunyai fungsi essensial dalam pengaturan SC selama proses perkembangan PNS.
– Cdc42 dan rac1 bekerja sendiri-sendiri selama proses belangsung tetapi mereka mempunyai fungsi penting dalam efisiensi radial sorting dan mielinisasi.
– Cdc42 diaktifkan oleh NRG1 dan sangat dibutuhkan dalam proses proliferasi SC.
– Rac1 diaktifkan oleh sinyal 1 integrin dan berfungsi dalam proses perluasan dan stabilisasi SC.

Saran
– Dari penelitian ini kami menyarankan bahwa untuk diteliti lagi apakah ada efeksamping dari kerja Cdc42 dan rac1 yang mungkin dapat mempengaruhi atau bahkan menghambat perkembangan sistem saraf yang lainnya ?
– Saran yang kedua adalah apakah ada pengganti lain dari Cdc42 dan rac1 yang mungkin dapat dibuat secara sintesis yang fungsinya sama yaitu untuk membantu proses perkembangan PNS ?

TRANFUSI DARAH

TRANFUSI DARAH

A. Definisi
Penggantian darah atau tranfusi darah adalah suatu pemberian darah lengkap atau komponen darah seperti plasma, sel darah merah kemasan atau trombosit melalui IV. Meskipun tranfusi darah penting untuk mengembalikan homeostasis, tranfusi darah dapat membahayakan. Banyak komplikasi dapat ditimbulkan oleh terapi komponen darah, contohnya reaksi hemolitik akut yang kemungkinan mematikan, penularan penyakit infeksi dan reaksi demam. Kebanyakan reaksi tranfusi yang mengancam hidup diakibatkan oleh identifikasi pasien yang tidak benar atau pembuatan label darah atau komponen darah yang tidak akurat, menyebabkan pemberian darah yang inkompatibel. Pemantauan pasien yang menerima darah dan komponen darah dan pemberian produk-produk ini adalah tanggung jawab keperawatan. Perawat bertanggung jawab untuk mengkaji sebelum dan selama tranfusi yang dilakukan. Apabila klien sudah terpasang selang IV, perawat harus mengkaji tempat insersi untuk melihat tanda infeksi atau infilrasi. Perawat harus memastikan bahwa kateter yang dipakai klien menggunakan kateter ukuran besar (18-19). Komponen darah harus diberikan oleh personel yang kompeten, berpengalaman dan sesuai dengan prosedur yang berlaku.

B. Tujuan
1. Meningkatkan volume sirkulasi darah setelah pembedahan, trauma atau perdarahan
2. Meningkatkan jumlah sel darah merah dan untuk mempertahankan kadar hemoglobin pada klien yang mengalami anemia berat
3. Memberikan komponen seluler yang terpilih sebagai terapi pengganti (misal : faktor pembekuan plasma untuk membantu mengontrol perdarahan pada klien yang menderita hemofilia)

C. Golongan dan Tipe Darah
Darah tersusun dari beberapa unsur yang mempunyai peran utama dalam terapi tranfusi darah. Komponen ini meliputi antigen, antibody, tipe Rh, dan antigen HLA. Antigen adalah zat yang mendatangkan respon imun spesifik bila terjadi kontak dengan benda asing. Sistem imun tubuh berespon dengan memproduksi antibody untuk memusnahkan penyerang. Reaksi Antigen (Ag) dan Antibodi (AB) ini diperlihatkan dengan aglutinasi atau hemolisis. Antibodi dalam serum berespon terhadap antigen penyerang dengan mengelompokkan sel-sel darah merah bersama-sama dan menjadikan mereka tidak efektif atau memusnahkan sel darah merah. Sistem penggolongan darah didasarkan pada reaksi Ag-AB yang menentukan kompabilitas darah.
Golongan darah yang paling penting untuk tranfusi darah ialah sistem ABO, yang meliputi golongan berikut: A, B, O, AB. Penetapan penggolongan darah didasarkan pada ada tidaknya antigen sel darah merah A dan B. Individu-individu dengan golongan darah A mempunyai antigen A yang terdapat pada sel darah merah; individu dengan golongan darah B mempunyai antigen B, dan individu dengan golongan darah O tidak mempunyai kedua antigen tersebut.
Aglutinin, atau antibody yang bekerja melawan antigen A dan B, disebut agglutinin anti A dan agglutinin anti B. Aglutinin ini terjadi secara alami. Individu dengan golongan darah A memproduksi aglutinin anti B di dalam plasmanya secara alami. Begitu juga dengan individu dengan golongan darah B, akan memproduksi agglutinin anti A di dalam plasma secara alami. Individu dengan golongan darah O secara alami memproduksi kedua aglutinin tersebut, inilah sebabnya individu dengan golongan darah O disebut sebagai donor universal. Individu golongan AB juga menghasilkan antibodi AB, oleh karena itu individu dengan golongan AB disebut resipien universal. Bila darah yang ditranfusikan tidak sesuai, maka akan timbul reaksi tranfusi.
Setelah system ABO, tipe Rh merupakan kelompok antigen sel darah merah dengan kepentingan klinis besar. Tidak seperti anti-A dan anti-B, yang terjadi pada individu normal dan tidak diimunisasi, antibody Rh tidak terbentuk tanpa stimulasi imunisasi. Individu dengan antibodi D disebut Rh positif, sedangkan yang tidak memiliki antibodi D disebut Rh negatif, tidak menjadi soal apakah ada antibodi Rh lainnya. Antibody D dapat menyebabkan destruksi sel darah merah, seperti dalam kasus reaksi tranfusi hemolitik lambat.
Penggolongan darah mengidentifikasi penggolonga ABO dan Rh dalam donor darah. Pencocoksilangan (crossmatching) kemudian menentukan kompatibilitas ABO dan Rh adalah penting dalam pemberian terapi tranfusi darah.
System HLA merupakan komponen berikutnya untuk dipertimbangkan dalam pemberian tranfusi. System HLA didasarkan pada antigen yang terdapat dalam leukosit, trombosit dan sel-sel lainnya. Penggolongan dan pencocoksilangan HLA kadang-kadang diperlukan sebelum tranfusi trombosit diulangi.

D. Indikasi
1. Pasien dengan kehilangan darah dalam jumlah besar (operasi besar, perdarahan postpartum, kecelakaan, luka bakar hebat, penyakit kekurangan kadar Hb atau penyakit kelainan darah)
2. Pasien dengan syok hemoragi

E. Macam-macam Komponen Darah
 Darah lengkap (whole blood)
Tranfusi darah lengkap hanya untuk mengatasi perdarahan akut dan masif, meningkatkan dan mempertahankan proses pembekuan. Darah lengkap diberikan dengan golongan ABO dan Rh yang diketahui. Infuskan selama 2 sampai 3 jam, maksimum 4 jam/unit. Dosis pada pediatrik rata-rata 20 ml/kg, diikuti dengan volume yang diperlukan untuk stabilisasi. Bisanya tersedia dalam volume 400-500 ml dengan masa hidup 21 hari. Hindari memberikan tranfusi saat klien tidak dapat menoleransi masalah sirkulasi. Hangatkan darah jika akan diberikan dalam jumlah besar.
Indikasi:
1. Penggantian volume pada pasien dengan syok hemoragi, trauma atau luka bakar
2. Klien dengan perdarahan masif dan telah kehilangan lebih dari 25 persen dari volume darah total
 Packed Red Blood cells (RBCs)
Komponen ini mengandung sel darah merah, SDP, dan trombosit karena sebagian plasma telah dihilangkan (80 %). Tersedia volume 250 ml. Diberikan selama 2 sampai 4 jam, dengan golongan darah ABO dan Rh yang diketahui. Hindari menggunakan komponen ini untuk anemia yang mendapat terapi nutrisi dan obat. Masa hidup komponen ini 21 hari.
Indikasi :
1. Pasien dengan kadar Hb rendah
2. Pasien anemia karena kehilangan darah saat pembedahan
3. Pasien dengan massa sel darah merah rendah
 White Blood Cells (WBC atau leukosit)
Komponen ini terdiri dari darah lengkap dengan isi seperti RBCs, plasma dihilangkan 80 % , biasanya tersedia dalam volume 150 ml. Dalam pemberian perlu diketahui golongan darah ABO dan sistem Rh. Apabila diresepkan berikan dipenhidramin. Berikan antipiretik, karena komponen ini bisa menyebabkan demam dan dingin. Untuk pencegahan infeksi, berikan tranfusi dan disambung dengan antibiotik.
Indikasi :
1. Pasien sepsis yang tidak berespon dengan antibiotik (khususnya untuk pasien dengan kultur darah positif, demam persisten /38,3° C dan granulositopenia)
 Leukosit –poor RBCs
Komponen ini sama dengan RBCs, tapi leukosit dihilangkan sampai 95 %, digunakan bila kelebihan plasma dan antibody tidak dibutuhkan. Komponen ini tersedia dalam volume 200 ml, waktu pemberian 1 ½ sampai 4 jam.
Indikasi:
1. Pasien dengan penekanan system imun (imunokompromise)
 Platelet/trombosit
Komponen ini biasanya digunakan untuk mengobati kelainan perdarahan atau jumlah trombosit yang rendah. Volume bervariasi biasanya 35-50 ml/unit, untuk pemberian biasanya memerlukan beberapa kantong. Komponen ini diberikan secara cepat. Hindari pemberian trombosit jika klien sedang demam. Klien dengan riwayat reaksi tranfusi trombosit, berikan premedikasi antipiretik dan antihistamin. Shelf life umumnya 6 sampai 72 jam tergantung pada kebijakan pusat di mana trombosit tersebut didapatkan. Periksa hitung trombosit pada 1 dan 24 jam setelah pemberian.


Indikasi:
1. Pasien dengan trombositopenia (karena penurunan trombosit, peningkatan pemecahan trombosit
2. Pasien dengan leukemia dan marrow aplasia
 Fresh Frozen Plasma (FFP)
Komponen ini digunakan untuk memperbaiki dan menjaga volume akibat kehilangan darah akut. Komponen ini mengandung semua faktor pembekuan darah (factor V, VIII, dan IX). Pemberian dilakukan secara cepat, pada pemberian FFP dalam jumlah besar diperlukan koreksi adanya hypokalsemia, karena asam sitrat dalam FFP mengikat kalsium. Shelf life 12 bulan jika dibekukan dan 6 jam jika sudah mencair. Perlu dilakukan pencocokan golongan darah ABO dan system Rh.
Indikasi:
1.Pencegahan perdarahan postoperasi dan syok
2. Pasien dengan defisiensi faktor koagulasi yang tidak bisa ditentukan
3. Klien dengan penyakit hati dan mengalami defisiensi faktor pembekuan.
 Albumin 5 % dan albumin 25 %
Komponen ini terdiri dari plasma protein, digunakan sebagai ekspander darah dan pengganti protein. Komponen ini dapat diberikan melalui piggybag. Volume yang diberikan bervariasi tergantung kebutuhan pasien. Hindarkan untuk mencampur albumin dengan protein hydrolysate dan larutan alkohol.
Indikasi :
1.Pasien yang mengalami syok karena luka bakar, trauma, pembedahan atau infeksi
2. Terapi hyponatremi

F. Pertimbangan Pediatrik dan Gerontik
 Pediatrik
1. Pada anak-anak, 50 ml darah pertama harus diinfuskan lebih dari 30 menit. Bila tidak ada reaksi terjadi, kecepatan aliran ditingkatkan dengan sesuai untuk menginfuskan sisa 275 ml lebih dari periode 2 jam
2. Darah untuk bayi baru lahir dicocok silangkan dengan serum ibu karena mungkin mempunyai antibody lebih dari bayi tersebut dan memungkinkan identifikasi yang lebih mudah tentang inkompabilitas
3. Dosis untuk anak-anak bervariasi menurut umur dan berat badan (hitung dosis dalam milliliter per kilogram berat badan)
4. Tranfusi sel darah merah memerlukan waktu infus yang ketat (untuk mempermudah deteksi dini reaksi hemolitik yang mungkin terjadi)
5. Penggunaan penghangat darah mencegah hipotermi yang menimbulkan disritmia
6. Gunakan pompa infus elektronik untuk memantau dan mengontrol akurasi kecepatan tetesan
7. Gunakan vena umbilikalis pada bayi baru lahir sebagai tempat akses vena
8. Tranfusi pada bayi baru lahir hanya boleh dilakukan oleh perawat atau dokter yang kompeten dan berpengalaman (prosedur ini memerlukan ketrampilan tingkat tinggi)
9. Tinjau kembali riwayat tranfusi anak
 Gerontik
1. Riwayat sebelumnya (anemia dengan gagal sumsum tulang, anemia yang berhubungan dengan keganasan, perdarahan gastrointestinal kronik, gagal ginjal kronik)
2. Terdapat kemungkinan bahaya pada jantung, ginjal, dan sistem pernafasan (atur kecepatan aliran jika klien tidak mampu menoleransi aliran yang telah ditetapkan), sehingga waktu tranfusi lebih lambat
3. Defisit sensori dapat terjadi (konsultasikan dengan rekam medik atau anggota keluarga terhadap reaksi tranfusi darah sebelumnya)
4. Premedikasi dapat menyebabkan mengantuk
5. Integritas vena mungkin melemah, pastikan kepatenan kateter atau jarum sebelum melakukan tranfusi

G. Efek tranfusi
 Alergi
Penyebab:
1. Alergen di dalam darah yang didonorkan
2. Darah hipersensitif terhadap obat tertentu
Gejala:
Anaphilaksis (dingin, bengkak pada wajah, edema laring, pruritus, urtikaria, wheezing), demam, nausea dan vomit, dyspnea, nyeri dada, cardiac arrest, kolaps sirkulasi
Intervensi:
1. Lambatkan atau hentikan tranfusi
2. Berikkan normal saline
3. Monitor vital sign dan lakukan RJP jika diperlukan
4. Berikan oksigenasi jika diperlukan
5. Monitor reaksi anafilaksis dan jika diindikasikan berikan epineprin dan kortikosteroid
6. Apabila diresepkan, sebelum pemberian tranfusi berikan diphenhidramin
 Anafilaksis
Penyebab:
Pemberian protein IgA ke resipien penderita defisiensi IgA yang telah membentuk antibodi IgA
Gejala:
Tidak ada demam, syok, distress pernafasan (mengi, sianosis), mual, hipotensi, kram abdomen, terjadi dengan cepat setelah pemberian hanya beberapa milliliter darah atau plasma.
Intervensi:
1. Hentikan tranfusi
2. Lanjutkan pemberian infus normal saline
3. Beritahu dokter dan bank darah
4. Ukur tanda vital tiap 15 menit
5. Berikan ephineprine jika diprogramkan
6. Lakukan resusitasi jantung paru (RJP) jika diperlukan
Pencegahan:
Tranfusikan sel darah merah (SDM) yang sudah diproses dengan memisahkan plasma dari SDM tersebut, gunakan darah dari donor yang menderita defesiensi IgA.
 Sepsis
Penyebab:
Komponen darah yang terkontaminasi oleh bakteri atau endotoksin
Gejala:
Menggigil, demam, muntah, diare, penurunan tekanan darah yang mencolok, syok
Intervensi:
1. Hentikan tranfusi
2. Ambil kultur darah pasien
3. Pantau tanda vital setiap 15 menit
4. Berikan antibiotik, cairan IV, vasoreseptor dan steroid sesuai program
Pencegahan:
Jaga darah sejak dari donasi sampai pemberian
 Urtikaria
Penyebab:
Alergi terhadap produk yang dapat larut dalam plasma donor
Gejala:
Eritema lokal, gatal dan berbintik-bintik, biasanya tanpa demam
Intervensi:
1. Hentikan tranfusi
2. Ukur vital sign tiap 15 menit
3. Berikan antihistamin sesuai program
4. Tranfusi bisa dimulai lagi jika demam dan gejala pulmonal tidak ada lagi
Pencegahan:
Berikan antihistamin sebelum dan selama pemberian tranfusi
 Kelebihan sirkulasi
Penyebab:
Volume darah atau komponen darah yang berlebihan atau diberikan terlalu cepat
Gejala:
Dyspnea, dada seperti tertekan, batuk kering, gelisah, sakit kepala hebat, nadi, tekanan darah dan pernafasan meningkat, tekanan vena sentral dan vena jugularis meningkat

Intervensi:
1. Tinggikan kepala klien
2. Monitor vital sign
3. Perlambat atau hentikan aliran tranfusi sesuai program
4. Berikan morfin, diuretik, dan oksigen sesuai program
Pencegahan:
Kecepatan pemberian darah atau komponen darah disesuaikan dengan kondisi klien, berikan komponen SDM bukan darah lengkap, apabila diprogramkan minimalkan pemberian normal saline yang dipergunakan untuk menjaga kepatenan IV
 Hemolitik
Penyebab:
Antibody dalam plasma resipien bereaksi dengan antigen dalam SDM donor, resipien menjadi tersensitisasi terhadap antigen SDM asing yang bukan dalam system ABO
Gejala:
Cemas, nadi, pernafasan dan suhu meningkat, tekanan darah menurun, dyspnea, mual dan muntah, menggigil, hemoglobinemia, hemoglobinuria, perdarahan abnormal, oliguria, nyeri punggung, syok, ikterus ringan. Hemolitik akut terjadi bila sedikitnya 10-15 ml darah yang tidak kompatibel telah diinfuskan, sedangkan reaksi hemolitik lambat dapat terjadi 2 hari atau lebih setelah tranfusi.
Intervensi:
1. Monitor tekanan darah dan pantau adanya syok
2. Hentikan tranfusi
3. Lanjutkan infus normal saline
4. Pantau keluaran urine untuk melihat adanya oliguria
5. Ambil sample darah dan urine
6. Untuk hemolitik lambat, karena terjadi setelah tranfusi, pantau pemeriksaan darah untuk anemia yang berlanjut
Pencegahan:
Identifikasi klien dengan teliti saat sample darah diambil untuk ditetapkan golongannya dan saat darah diberikan untuk tranfusi (penyebab paling sering karena salah mengidentifikasi).
 Demam Non-Hemolitik
Penyebab:
Antibody anti-HLA resipien bereaksi dengan antigen leukosit dan trombosit yang ditranfusikan.
Gejala:
Demam, flushing, menggigil, tidak ada hemolisis SDM, nyeri lumbal, malaise, sakit kepala
Intervensi:
1. Hentikan tranfusi
2. Lanjutkan pemberian normal saline
3. Berikan antipiretik sesuai program
4. Pantau suhu tiap 4 jam
Pencegahan:
Gunakan darah yang mengandung sedikit leukosit (sudah difiltrasi)
 Hiperkalemia
Penyebab:
Penyimpanan darah yang lama melepaskan kalium ke dalam plasma sel
Gejala:
Serangan dalam beberapa menit, EKG berubah, gelombang T meninggi dan QRS melebar, kelemahan ekstremitas, nyeri abdominal
 Hipokalemia
Penyebab:
Berhubungan dengan alkalosis metabolik yang diindikasi oleh sitrat tetapi dapat dipengaruhi oleh alkalosis respiratorik
Gejala:
Serangan bertahap, EKG berubah, gelombang T mendatar, segmen ST depresi, poliuria, kelemahan otot, bising usus menurun
 Hipotermia
Penyebab:
Pemberian komponen darah yang dingin dengan cepat atau bila darah dingin diberikan melalui kateter vena sentral.
Gejala:
Menggigil, hipotensi, aritmia jantung, henti jantung/cardiac arrest
Intervensi:
1. Hentikan tranfusi
2. Hangatkan pasien dengan selimut
3. Ciptakan lingkungan yang hangat untuk pasien
4. Hangatkan darah sebelum ditranfusikan
5. Periksa EKG

H. Infeksi yang ditularkan melalui tranfusi
 AIDS
Penyebab:
Darah donor HIV seropositif
Gejala:
Demam, keringat malam, letih, berat badan menurun, adenopati, lesi kulit seropositif terhadap virus HIV
 Kontaminasi bakteri
Penyebab:
Kontaminasi pada saat penyumbangan atau persiapan, bakteri endotoksin melepaskan endotoksin
Gejala:
Serangan dalam 2 jam tranfusi (menggigil, demam, nyeri abdomen, syok, hipotensi yang nyata
 Cytomegalovirus (CMV)
Virus CMV dapat berada pada orang dewasa yang sehat. Pasien-pasien dengan imunosupresi berisiko tinggi tertular CMV
Gejala:
Letih, lemah, adenopati, demam derajat rendah
 Hepatitis
Hepatitis A dan hepatitis B jarang, penyakit hati kronik lebih umum dengan Hepatitis C daripada hepatitis B
Gejala:
Terjadi dalam dalam beberapa minggu sampai bulan setelah tranfusi, mual, muntah, ikterus, malaise, kadar enzim hati tinggi
 GVHD (Graft versus host desease)
Penyebab:
Limfosit donor yang normal bereproduksi di dalam tubuh resipien yang mengalami gangguan kekebalan, limfosit menyerang jaringan resipien karena dianggap sebagai protein asing.
Gejala:
Demam, ruam kulit, diare, infeksi, gangguan fungsi hati (jaundice, supresi sumsum tulang)
Intervensi:
Berikan metotresat dan kortikosteroid jika diprogramkan
Pencegahan;
Berikan darah yang tidak diradiasi jika diprogramkan, berikan darah yang telah dicuci dengan saline jika diprogramkan

I. Manajemen efek tranfusi
Pedoman untuk mengatasi reaksi tranfusi yang dibuat oleh American Assotiation of Blood Banks adalah:
1. Hentikan tranfusi untuk membatasi jumlah darah yang diinfuskan
2. Beritahu dokter
3. Pertahankan jalur IV tetap terbuka dengan infus normal saline
4. Periksa semua label, formulir, dan identifikasi pasien untuk menentukan apakah pasien menerima darah atau komponen darah yang benar
5. Segera laporkan reaksi tranfusi yang dicurigai pada petugas bank darah
6. Kirimkan sample darah yang diperlukan ke bank darah sesegera mungkin, bersama-sama dengan kantong darah yang telah dihentikan, set pemberian, larutan IV yang diberikan, dan semua formulir dan label yang berhubungan.
7. Kirim sampel lainnya (misal urin)
8. Lengkapi laporan institusi atau formulir “reaksi tranfusi yang dicurigai”
9. Peralatan yang harus disiapkan (obat-obatan seperti: aminophilin, difenhidramin, hidroklorida, dopamine, epinefrin, heparin, hidrokortison, furosemid, asetaminofen, aspirin; set oksigenasi; kit kateter foley; botol kultur darah; cairan IV; selang IV)

J. Hal-hal yang perlu diperhatikan
1. Kondisi pasien sebelum ditranfusi
2. Kecocokan darah yang akan dimasukkan
3. Label darah yang akan dimasukkan
4. Golongan darah klien
5. Periksa warna darah (terjadi gumpalan atau tidak)
6. Homogenitas (darah bercampur semua atau tidak)


K. Persiapan Pasien
1. Jelaskan prosedur dan tujuan tranfusi yang akan dilakukan
2. Jelaskan kemungkinan reaksi tranfusi darah yang keungkinan terjadi dan pentingnya melaporkan reaksi dengan cepat kepada perawat atau dokter
3. Jelaskan kemungkinan reaksi lambat yang mungkin terjadi, anjurkan untuk segera melapor apabila reaksi terjadi
4. Apabila klien sudah dipasang infus, cek apakah set infusnya bisa digunakan untuk pemberian tranfusi
5. Apabila klien belum dipasang infus, lakukan pemasangan dan berikan normal saline terlebih dahulu
6. Pastikan golongan darah pasien sudah teridentifikasi
Contoh kantong darah:










L. Persiapan Alat
1. Set pemberian darah
2. Kateter besar (18 G atau 19 G)
3. Cairan IV normal saline (NaCl 0,9 %)
4. Set infus darah dengan filter
5. Produk darah yang tepat
6. Sarung tangan sekali pakai
7. Kapas alkohol
8. Plester dan gunting
9. Manset tekanan darah
10. Stetoskope
11. Termometer
12. Format persetujuan pemberian tranfusi yang ditandatangani
13. Bengkok
14. Penghangat darah (jika diperlukan)

M. Prosedur kerja
1. Baca status dan data klien untuk memastikan program tranfusi darah
2. Pastikan bahwa klien telah menandatangani format persertujuan tindakan
3. Cek alat-alat yang akan digunakan
4. Cuci tangan
5. Beri salam dan panggil klien sesuai dengan namanya
6. Perkenalkan nama perawat
7. Jelaskan prosedur yang akan dilakukan pada klien
8. Jelaskan tujuan tindakan yang dilakukan
9. Kaji pernah tidaknya klien menerima tranfusi sebelumnya dan catat reaksi yang timbul, apabila ada
10. Minta klien untuk melaporkan apabila menggigil, sakit kepala, gatal-gatal, atau ruam dengan segera
11. Beri kesempatan pada klien untuk bertanya
12. Tanyakan keluhan klien saat ini
13. Jaga privasi klien
14. Dekatkan alat-alat ke sisi tempat tidur klien
15. Periksa tanda vital klien sebelum memulai tranfusi
16. Kenakan sarung tangan sekali pakai
17. Lakukan pemasangan infuse, apabila belum terpasang dengan menggunakan kateter berukuran besar ( 18 atau 19 G), apabila sudah terpasang cek apakah set yang ada bisa digunakan untuk pemberian tranfusi dan cek kepatenan vena
18. Gunakan selang infus yang memiliki filter di dalam selang (apabila selang infus masih menggunakan selang infuse yang kecil, ganti dengan selang infus untuk tranfusi yang ukurannya lebih besar)
19. Gantungkan botol normal saline untuk diberikan setelah pemberian darah selesai
20. Ikuti protokol lembaga dalam mendapatkan produk darah dari bank darah. Minta darah pada saat Anda siap menggunakannya.
21. Bersama seorang perawat lainnya yang telah memiliki lisensi, identifikasi produk darah yang akan dimasukkan (periksa etiket kompabilitas yang menempel pada kantong darah dan informasi pada kantong tersebut; untuk darah lengkap, periksa golongan darah ABO dan tipe Rh yang terdapat pada catatan klien; periksa kembali kesesuaian produk darah yang akan diberikan dengan resep dokter; periksa data kadaluarsa pada kantong darah; inspeksi darah untuk melihat adanya bekuan darah; tanyakan nama klien dan periksa tanda pengenal yang dimiliki klien)
22. Mulai pemberian tranfusi darah (sebelum darah diberikan, berikan dahulu larutan normal saline; mulai berikan tranfusi secara perlahan diawali dengan pengisian filter di dalam selang; atur kecepatan sampai 2 ml/menit untuk 15 menit pertama dan tetaplah bersama klien. Apabila perawat menjumpai adanya reaksi, segera hentikan tranfusi, bilas selang dengan normal saline, laporkan pada dokter dan beritahu bank darah)
23. Monitor tanda vital (ukur setiap 5 menit pada 15 menit pertama, selanjutnya disesuaikan dengan kebijakan lembaga)
24. Observasi klien untuk melihat adanya reaksi tranfusi
25. Pertahankan kecepatan infus yang diprogramkan dengan menggunakanpompa, jika perlu
26. Apabila tranfusi sudah selesai, bilas dengan normal saline
27. Bereskan alat, lepas sarung tangan
28. Cuci tangan
29. Kaji respon klien setelah tranfusi diberikan
30. Berikan reinforceament positif pada klien
31. Buat kontrak untuk pertemuan selanjutnya
32. Observasi timbulnya reaksi yang merugikan secara berkelanjutan
33. Catat pemberian darah atau produk darah yang diberikan dan respon klien terhadap terapi darah pada status kesehatan klien
34. Setelah tranfusi selesai, kembalikan kantong darah serta selang ke bank darah

Follow Twitterku

Tukar Link Blog Yuk